20. 1.2. Паровая стерилизация

При этом методе стерилизации происходит комби­нированное воздействие на микроорганизмы высокой температуры и влажности. Надежным методом являет­ся стерилизация насыщенным паром при избыточном давлении, а именно: 0,11 ±0,02 мПа (1,1 ±0,2 кгс/ см²)^I—температура (120 + 2)°С; 0,2±0,02 мПа (2,2±0,2 кгс/см²) —температура (132±2) °С.

Насыщенный пар — это пар, находящийся в сос­тоянии равновесия с жидкостью, из которой он об­разуется. Признак насыщения пара — строгая зави­симость его температуры от давления (табл. 21.3).

Стерилизацию паром под давлением проводят в паровых стерилизаторах различной конструкции.

По форме стерилизаторы паром под давлением де­лятся на цилиндрические и квадратные. Цилиндричес­кие могут располагаться горизонтально и вертикально.

Т а б л и ц а 21.3. Зависимость температуры насыщенного пара от давления

Давление, кгс/см2	Температура, °С
0,5	112,7
1	119,6
2	132,9
4	151,1

Стерилизатор состоит из 3 цилиндров (рис. 21.2). Первый (наружный) цилиндр называется кожухом. Он предохраняет паровой котел стерилизатора от возмож­ных механических повреждений, а обслуживающий

Рис. 21.2. Стерилизатор вертикальный круглый электрический.

персонал от ожогов, так как стенки водопаровой ка­меры имеют высокую температуру. Второй (средний) цилиндр — главная часть стерилизатора, называемая водопаровой камерой. Она изготовляется из высоко­качественной стали и предназначена для получения пара из воды. Третий (внутренний) цилиндр называется стерилизационной камерой. Ее назначение — вмещать стерилизуемый материал, ограждая его от воды. В верхней части- стерилизационной камеры расположе­ны отверстия для прохождения в нее пара. Кроме того, они служат сепаратором, отделяя пар от капель воды, чтобы стерилизуемый материал не увлажнялся (пар за­хватывает частички воды). Крышка с резиновой про­кладкой и центральным затвором служит для того, чтобы наглухо закрывать водопаровую камеру. Через эту же крышку загружают стерилизуемый материал.

Пар в стерилизационную камеру поступает из котел­ка (или из водопаровой камеры), имеющего внутри электронагревательный элемент. Заполняется камера водой дистиллированной через воронку. За наполне­нием воды в котелок следят по водомерному стеклу (устройство по принципу сообщающихся сосудов).

Стерилизаторы под давлением снабжены электро- контактным манометром, мановакуумметром, водоструй­ным эжектором, насосом и предохранительным клапа­ном. Электроконтактный манометр обеспечивает авто­матическое поддержание заданного давления. Мано- вакуумметр служит для контроля давления в стерили­зационной камере. С помощью водоструйного эжек­тора достигается быстрый отсос пара после каждой стерилизации, создание вакуума в стерилизационной камере и сушка стерилизуемых материалов, что осо­бенно важно при стерилизации бумаги (фильтры), ва­ты и др. Предохранительный клапан служит для пре­дохранения стерилизатора от чрезмерного повышения давления пара в нем. Если давление пара выше раз­решенного рабочего давления, то предохранительный клапан должен автоматически подниматься и выпус­кать часть лишнего пара и, следовательно, понижать давление.

Наиболее удобны паровые стерилизаторы, в кото­рых автоматически поддерживается заданное давление и температура, а также предусмотрена возможность просушивания вспомогательного материала после сте­рилизации (вата, фильтровальная бумага, марля и т. п.).

В настоящее время широкое распространенно получи­ли стерилизаторы типа АВ-1, АВ-2, ВК-15^I и ВК-30 (полуавтоматические), ГК-ЮО, ГП-280 (автоматичес­кий). В практике аптек лечебно-профилактических учреждений могут быть использованы также стерили­заторы типа: ГП-400 и ГПД-280 (автоматические), которые по устройству и принципу действия аналогич­ны стерилизатору ГП-280. В хозрасчетных аптеках I — III групп находят широкое применение горизонталь­ные паровые стерилизаторы ГК,-100, в сельских апте­ках, не имеющих централизованного электроснабже­ния, — ВКО-75, ВКО-50 и ВК.О-16. Последние рассчи­таны на использование источника нагрева.

Вертикальные паровые стерилизаторы ВК-15 и ВК- 30 отличаются емкостью стерилизационной камеры. Стерилизационная и водопаровая камеры объединены в единую конструкцию, но разобщены функционально, в результате чего возможно перекрывать поступление пара в стерилизационную камеру во время загрузки, эжекции и разгрузки стерилизатора, а также автома­тически поддерживать рабочее давление в водопаро­вой камере для выполнения последующей стерилиза­ции. Обе камеры сделаны из нержавеющей стали. Мак­симальное давление пара в стерилизационной камере составляет 2,5 кгс/см².

В последние годы созданы новые паровые стерили­заторы с принудительным охлаждением стерилизуемых обаэектов: ГК-ЮО (горизонтальный круглый) и ГП- 400 (горизонтальный прямоугольный). Горизонталь­ный паровой стерилизатор ГК-ЮО рассчитан на работу при максимальном давлении пара 2 кгс/см². Основными частями его являются стерилизационная и водопаро­вая камеры, парообразователь с электронагреватель­ными элементами, система воздушного противодавле­ния, система принудительного охлаждения объектов стерилизации и сигнализации режима стерилизации.

Новые стерилизаторы позволяют резко сократить время воздействия повышенной температуры на лекар­ственное вещество за счет принудительного охлажде­ния. В результате этого сохраняется химическая ус-

Рис. 21.3. Стерилизатор паровой для растворов.

тойчивость растворов. Стерилизатор паровой ГП-400 {рис. 21.3) представляет собой прямоугольный шкаф, в нижней части которого размещен котел-парообра­зователь, в верхней — горизонтально расположенная стерилизационная камера с дверцей, закрывающейся центральным затвором от штурвала. Управление осуществляется от выносного электрощита, соединен­ного со стерилизатором кабелем. Максимальное дав­ление в рабочей камере 2 кгс/см².

Стерилизатор паровой ГП-280 работает в автома­тическом цикле и имеет 4 режима стерилизации, от­личающихся различной продолжительностью (от 20 до 30 мин) и давлением пара в стерилизационной камере (от 1,1 до 2 кгс/см²). Стерилизатор состоит из стери­лизационной камеры с дверцей, парогенератора, элект­ронасоса и электрощита. Дверца камеры снабжена центральным затвором и имеет блокировку мембран­ного типа, которая предотвращает возможность ее от­крывания при избыточном давлении пара внутри ка­меры.

Стерилизатор паровой ГПД-280 в отличие от сте­рилизатора ГП-280 снабжен двумя дверцами с цент­рализованными затворами и блокировкой. Он встраи­вается в проем стены, отделяющий асептический блок от стерилизационной комнаты.

Подготовка аппаратов к стерилизации должна на­чинаться с наполнения водой водопаровой камеры через воронку водоуказательной колонки до верхней отмет­ки. При этом должен быть открыт кран, вентиль и крышка стерилизатора. После загрузки стерилизаци­онной камеры закрывают крышку стерилизатора, плот­но прижав ее болтами. Все вентили и кран должны быть закрыты. Затем на манометре устанавливают пределы автоматического поддержания давления и включают аппарат в сеть.

Перед началом стерилизации из стерилизатора не­обходимо полностью удалить воздух. Для этого стери­лизатор сначала нагревается с открытым краном и через 10—15 мин после того, как пар пойдет сильной струей, кран закрывают. Для проверки отсутствия воз­духа в стерилизаторе целесообразно трубку от выпуск­ного крана поместить в пробирку с водой, опрокинутую в сосуд, наполненный водой. При выходе из стерили­затора пара без примеси воздуха вода из пробирки вытесняться не будет.

Удаление воздуха из стерилизатора крайне необ­ходимо, так как оставшийся в нем воздух резко сни­жает коэффициент теплопередачи пара (теплопровод­ность пара, содержащего 5 % воздуха, уменьшается на 50%), вследствие чего невозможно обеспечить равномерный прогрев стерилизуемых материалов и на­дежность стерилизации.

Время стерилизации должно отсчитываться с мо­мента установления заданного давления, которое под­держивается при стерилизации автоматически. По ис­течении времени стерилизации открывают вентиль, вы­пускают через него пар и конденсат, и после того, как стрелка манометра станет на «0», открывают крышку и разгружают стерилизационную камеру. Если требу­ется просушить простерилизованный материал, то после выпуска пара и конденсата открывают вентили. Просушивание (эжекцию) ведут в течение L0 мин. Затем открывают стерилизатор.

/

Поскольку стерилизаторы являются аппаратами, работающими под давлением, за их исправностью сле­дит инспекция котлнадзора. Лица, работающие со сте­рилизатором, должны хорошо знать его устройство и строго соблюдать правила по технике безопасности. Обслуживание стерилизаторов поручается только ли­цам, достигшим 18-летнего возраста, прошедшим пред­варительный медицинский осмотр, курсовое обучение, аттестацию в квалификационной комиссии и инструк­таж по безопасному обслуживанию стерилизаторов.

Стерилизацию паром при температуре (120+2)‘ °С рекомендуют для растворов термостабильных лекарст­венных веществ. Время стерилизационной выдержки зависит от физико-химических свойств вещества, объема раствора (табл. 21.4).

Таблица 21.4. Время стерилизационной выдержки в зави симости от объема раствора

Объем образца, мл	Минимальное время стерилизационной выдержки, мин
До 100	8
От 100 до 500	12
От 500 до 1000	15

Стерилизацию раствора лекарственных веществ для инъекций проводят в герметично укупоренных, предва­рительно простерилизованных флаконах или ампулах. Жиры и масла в герметично укупоренных сосудах сте­рилизуют при (120+2) °С в течение 2 ч. Этим мето­дом стерилизуют также изделия из стекла, фарфора, металла, перевязочные и вспомогательные материалы (вата, марля, бинты, халаты, фильтровальная бумага, резиновые пробки, пергамент и др.). Время стерили­зационной выдержки — 45 мин.

Стерилизации также подвергают и установки для стерилизующего фильтрования с фильтрами (см. далее): 15 мин для фильтров с диаметром 13 и 25 мм, 30 мин для фильтров с диаметром 47, 50, 90, 112 мм а 45 мм для фильтров с диаметром 293 мм. Стсрм-пиг'.а- ция указанных объектов должна провод.'? гься в сп.р;- - лизационных коробках или 2-слойной мягкой упаковке из бязи или в пергаментной бумаге.

В исключительных случаях стерилизуют при темпе­ратуре ниже 120 °С. Режим стерилизации должен быть обоснован и указан в частных статьях ГФ XI или дру­гой нормативно-технической документации.

Стерилизацию текучим паром проводят насыщен­ным паром (без примеси воздуха и избыточного дав­ления) с температурой 100°С. Текучий пар убивает только вегетативные формы микроорганизмов. При на­личии в объекте споровых форм этот метод неэффек­тивен.

Стерилизацию текучим паром проводят в стерили­заторах, представляющих собой металлические сосуды цилиндрической формы, закрывающиеся крышкой с двумя отверстиями — для термометра и выхода пара. На дно сосуда наливают воду, поверх которой нахо­дится металлическая подставка с отверстиями. Иногда аппарат снабжается двойными стенками, и пар, вы­ходя из паровой камеры, направляется в промежуток между стенками. Такая конструкция обеспечивает сох­ранение постоянства температуры при стерилизации.

Стерилизацию раствора текучим паром проводят в стерилизаторах BKO-I6, ВК-75, ВКО-75¹. Для этой це­ли стрелки контактного манометра устанавливают на 0,1 кгс/см², чтобы иметь возможность по звуковому сигналу отключения и включения стерилизатора (щел­канию) контролировать начало кипения воды в водо­паровой камере (когда стерилизатор подсоединен к водопроводной сети), так как контроль начала кипе­ния воды по выходу пара в этом случае бывает за­труднен. После доведения давления внутри водопаро­вой камеры стерилизатора до заданного открывается вентиль на трубе между источником пара и стерили­зационной камерой, в которую впускается пар. Однов­ременно открывается вентиль для выпуска воздуха и конденсата из стерилизационной камеры. Для полного удаления воздуха из стерилизационной камеры выпуск пара в канализацию при открытых кранах необходимо проводить в течение 15 мин до появления густой струи пара из стерилизатора. После удаления воздуха во

' ВК — вертикальный круглый электрическим; В КО — » » огневой.

избежание утечки пара и охлаждения стерилизатора кран для выпуска пара слегка закрывается. По дости­жении заданного давления в стерилизационной камере 0,1 кгс/см² (100—102 °С) отмечают момент начала стерилизации и поддерживают это давление в течение заданного времени. По окончании стерилизации за­крывают вентиль для ввода в стерилизационную ка­меру и выключают нагрев стерилизатора, открывают вентиль для выпуска пара и конденсата из стерилиза­тора. Выпускают пар из стерилизационной камеры в течение 5—7 мин. Затем, когда давление снизится до «0» по мановакууметру, отвинчивают прижимы крыш­ки, открывают стерилизатор и разгружают.

По ГФ X (в ГФ XI этот метод стерилизации не включен) стерилизация текучим паром при темпера­туре 100 °С проводится в течение 30—60 мин в зави­симости от свойств лекарственных веществ объема стерилизуемого раствора. Установлено, что при нагре­вании стерилизатора температура раствора во флако­нах отстает от температуры паровой камеры. Для не­больших объемов отставание невелико (2—3 мин), но для объемов более 500 мл оно достигает значительных размеров. Поэтому при стерилизации растворов объе­мом более 100 мл увеличивают продолжительность стерилизации. Объемы до 100 мл стерилизуют 30 мин, 101—500 мл — 45 мин, 501 —1000 мл — 60 мин. Стери­лизация растворов объемом более 1 л запрещается.

Контроль эффективности термических методов сте­рилизации осуществляют с помощью контрольно-из- мерительных приборов с термопарами, максимальных термометров, химических и биологических тестов. В качестве химического теста используют некоторые вещества, изменяющие свой цвет или физическое сос­тояние при определенных параметрах стерилизации: это кислота бензойная (температура плавления 122—

5. °С), сахароза (180 °С), динитрофенилгидра- зин (195 °С) и др. Бактериологический контроль осуществляют с помощью стерилизации объек­та, обсемененного тест-микроорганизмами. В та­ком качестве могут быть использованы чистые культуры спорообразующих микроорганизмов типа Bacillus subtilis, Bacillus mesenterius, Bacillus stearothermo- philus и др., нанесенные на стерилизуемый материал.

/

Микробные клетки и споры можно рассматривать как нерастворимые образования с очень малым (1—2 мкм) поперечником частиц. Подобно другим включе­ниям, они могут быть отделены от жидкости механи­ческим путем — фильтрованием сквозь мелкопористые фильтры. Этот метод стерилизации включен в ГФ XI для стерилизации термолабильных растворов. Такими фильтрами могут быть перегородки из неглазурован- ного фарфора (керамики), асбеста, стекла, пленок, пропитанных коллодием, и другого пористого материа­ла. По конструкции их подразделяют на глубинные и мембранные фильтры с размерами пор не более 0,3 мкм. В настоящее время используют различные фильтры. Глубинные фильтры: керамические и фарфоровые (размер пор 3—4 мкм), стеклянные (около 2 мкм), бумажно-асбестовые (1 —1,8 мкм), а также мембран­ные (ультра) фильтры i

Глубинные фильтры

ханизмом задержания микроорганизмов (ситовым, ад­сорбционным, инерционным). Ввиду большой толщи­ны фильтров удерживаются и частицы меньшего раз­мера, чем размер пор фильтра.

К фильтрам из керамики (свечам) относятся «Бактериальные фильтры ГИК И»^I типа Л-5 и Ф-5, отличающиеся величиной пор. Изготовля­ются обычно в виде полых цилиндров, которые с одно­го конца закрыты, а с другого имеют отверстия. Фильт­рование растворов осуществляется под давлением или чаще при помощи вакуума. В первом случае предва­рительно профильтрованный раствор вводят внутрь бактериологического фильтра. Раствор, просачиваясь через стенки, вытекает в стерильный сосуд (свечи Шамберлена). Во втором случае жидкость про­сачивается через стенки ьнутрь свечи и оттуда выво­дился наружу (свечи Беркефельда). Диаметр пор свечей составляет 3— 4 мкм.

Фильтры из фарфора (свечи),-.до начала работы должны быть простернлизованы термическим методом

(ГФ XI).

Способ стерилизации характеризуется медлен- * ностью работы (продолжительность фильтрования не

должна превышать 8 ч) и значительными потерями раствора в порах толстого фильтра. Очистка свечей затруднена.

Стеклянные микропористые фильтры изготавлива­ют из сваренных зерен стекла с диаметром до 2 мкм. Фильтры имеют вид пластинок или дисков, закреплен­ных в стеклянных сосудах. Стеклянные фильтры по сравнению с другими мелкопористыми фильтрами более удобны для применения в аптечной практике.

Заводы Шотта (ГДР) выпускают стеклянные бак­териологические фильтры-воронкн, впаянные в колокол. В качестве фильтрующего материала используются стеклянные пластины с диаметром пор 0,7—1,5 мкм. Фильтрование осуществляется при помощи вакуума. Склянка для сбора стерильного фильтрата помещается внутрь колокола под фильтр-воронку. Разрежение соз­дается через трубку в боковой поверхности колокола. Стеклянные фильтры-воронки перед употреблением стерилизуют паром при избыточном давлении при тем­пературе 120+2 °С в течение 20 мин или воздушным методом при температуре 180 °С в течение 1 ч.

Фильтрационные пластины сразу же после работы должны быть промыты струей воды дистиллированной для удаления механических частиц с поверхности. Если же пластины будут использоваться для растворов с разным составом, то их необходимо подвергнуть хи­мической очистке. Для этого фильтрационные пласти­ны заливают смесью равных частей 2 % раствора нат­рия или калия нитрата и перхлората в концентриро­ванной кислоте серной, подогретой до температуры 100 °С, и оставляют на ночь. Затем пластины промы­вают горячей водой дистиллированной под вакуумом до отсутствия в промывных водах ионов сульфата, определяемых раствором бария хлорида. Продукты реакции при обработке фильтрационных пластин ука­занной смесью легко растворяются в воде и не адсор­бируются фильтром. Нельзя использовать для очистки пластин смесь калия бихромата с кислотой серной, так как ионы трехвалентного хрома прочно адсорби­руются фильтром.

Недостатками керамических и фарфоровых фильт­ров является продолжительность стерилизации, потеря раствора в порах толстого фильтра, образование мик­ротрещин из-за хрупкости фильтров и, следовательно, ненадежность стерилизации. Кроме того, при длитель­ной эксплуатации фильтры могут прорастать микроор­ганизмами. Очистка фильтров от остатка раствора весьма затруднительна, поэтому для каждого раствора необходимо иметь отдельный фильтр.

Бумажно-асбестовые фильтры в виде пластин при­меняют в качестве фильтрующей поверхности в фильтре Сальникова, который представляет собой металлическую раму, зажатую между двумя сферическими дисками. Другой разновидностью фильт­ров из волокнистых бумажно-асбестовых материалов является фильтр Зейца — пластины из клетчатки и ас­беста (ФРГ) с размерами пор 1 —1,8 мкм. Эти фильт­ры часто применяют при изготовлении растворов для инъекций в заводских условиях, но они могут быть использованы и в крупных аптеках лечебно-профилак­тических учреждений.

Бумажно-асбестовые фильтры не рекомендуют для стерилизации инъекционных растворов, поскольку они состоят из волокнистых материалов, имеется угроза отрыва волокон от фильтра. Попадая в организм с раствором, волокна могут вызывать различные патоло­гические реакции.

Получившие в последние годы большое распрост­ранение для стерилизации фильтрованием микропо­ристые мембранные фильтры лишены этих недостат­ков. Мембранные фильтры представляют собой тон­кие (100—150 мкм) пластины из полимерного мате­риала, характеризующиеся ситовым механизмом за­держания микроорганизмов и постоянным размером пор. Принято считать, что средний размер пор фильт­ра, гарантирующего получение стерильного фильтра А, составляет 0,3 мкм. Во избежание быстрого засорения фильтра мембраны используют в сочетании с пред- фильтрами, имеющими более крупные поры. При сте­рилизации больших объемов растворов оптимальным является применение фильтров обоих типов.

Во Всесоюзном научно-исследовательском институ­те медицинских полимеров и Всесоюзном научно-ис­следовательском институте синтетических смол разра­батываются микропористые фильтры на основе раз­личных полимеров. Мембранные фильтры «Влади- п о р» из ацетата целлюлозы типа МФА могут быть использованы для очистки от механических примесей и микроорганизмов растворов лекарственных веществ, имеющих pH в пределах от 1,0 до 10,0. Фильтры «Владипор» имеют 10 номеров от 0,05 до 0,95 мкм. Для стерилизации растворов лекарственных веществ пред­назначены фильтры МФА-3 и МФА-4 со средним раз­мером пор соответственно 0,25—0,35 и 0,35—0,45 мкм. Выпускаются они в виде пластин и дисков разного диаметра. Фильтры типа МФА до фильтрования сте­рилизуют насыщенным водяным паром при избыточ­ном давлении, температура 120+2 °С или сухим горя­чим воздухом при температуре 180°С, обработкой формальдегидом, этанолом, водорода пероксидом, окисью этилена, УФ или радиационным методом.

Перспективными являются также полимерные плен­ки с цилиндрическими порами — ядерные фильтры.

Стерилизующее фильтрование осуществляют в установках, основными частями которых являются фильтродержатель и фильтрующая среда. Используют два типа держателей: пластинчатые, в которых фильтр имеет форму круглой или прямоугольной пластины, и патроны, содержащие один или больше трубчатых фильтров. Перед фильтрованием производят стерилиза­цию фильтра в держателе и емкости для сбора фильт­рата насыщенным водяным паром при температуре 120+2 °С или горячим воздухом при температуре 180 °С.

Стерилизующая фильтрация с помощью фильтров имеет преимущества по сравнению с методами терми­ческой стерилизации. Для многих растворов термола­бильных веществ (апоморфина гидрохлорида, викасо- ла, барбитала натрия и др.) он является единственно доступным методом стерилизации. Стерилизующая фильтрация перспективна для стерилизации глазных капель, особенно с витаминами, которые готовят в условиях аптек в больших количествах. Использова­ние мембранных фильтров обеспечивает чистоту, сте­рильность и апирогенность растворов.

Во ВНИИФ успешно прошла испытание установка для стерилизующего фильтрования (УСФ-293-7). Про­изводительность установки: за 20 мин происходит фильтрование и розлив 20 л раствора во флаконы по 400 мл. Метод стерилизации фильтрованием является перспективным для использования в условиях аптек. Этот метод можно использовать для стерилизации инъекционных растворов, глазных капель, концентратов для бюреточной установки, жидких лекарственных форм для новорожденных и детей до 1 года.

3. СТЕРИЛИЗАЦИЯ УЛЬТРАФИОЛЕТОВОЙ

РАДИАЦИЕЙ

Несмотря на то что метод стерилизации УФ-ра- диацией не включен в ГФ XI, использование его имеет большое значение для создания условий асептики и стерилизации многих объектов. УФ-радиация является мощным стерилизующим фактором, способным уби­вать и вегетативные, и споровые формы микроорга­низмов. В настоящее время ультрафиолетовая радиа­ция широко используется в различных отраслях на­родного хозяйства для обеззараживания воздуха по­мещений, воды и других объектов. Использование их в аптеках имеет большое практическое значение и существенные преимущества по сравнению с примене­нием дезинфицирующих веществ, так как последние могут адсорбироваться лекарственными средствами приобретая резкие запахи.

УФ-радиация — невидимая коротковолновая часть солнечного света с длиной волны меньше 300 нм. Предполагают, что она вызывает фотохимическое на­рушение ферментных систем микробной клетки, дей­ствует на ее протоплазму с образовании ядовитых органических пероксидов, а также приводит к фотоди- меризации тиаминов.

Эффективность бактерицидного действия УФ-ра- диации зависит от ряда факторов: от длины волны излучателя, его дозы, вида инактивируемых микро­организмов, запыленности и влажности средь?. Наи­большей стерилизующей способностью обладают лучи с длиной волны 254—257 нм. Имеет значение величи­на дозы и время облучения. В зависимости от времени воздействия излучения различают стадию стимуляции, угнетения и гибели микробных клеток. Вегетативные клетки более чувствительны к УФ-радиации, чем спо­ры. Для их гибели требуется доза, в среднем в 10 раз выше, чем для вегетативных клеток.

В качестве источников ультрафиолетовой радиации в аптеках применяют специальные лампы БУВ (бактерицидная увиолевая). Лампу БУВ изготовляют в виде прямой трубки из специального увиолевого стекла, способного пропускать ультрафиолетовую ра­диацию, с электродами из длинной вольфрамовой спи­рали, покрытой бария и стронция гидрокарбонатами. В трубке находится небольшое количество ртути и инертный газ аргон при давлении в несколько милли­метров ртутного столба. Источником ультрафиолетовых лучей является разряд ртути, происходящий между электродами при подаче на них напряжения. Увиоле- вое стекло в отличие от обычного пропускает ультра­фиолетовую радиацию. В состав увиолевого стекла входит до 72 % кремния, алюминия и бария оксидов. По сравнению с обычным стеклом оно содержит не­большое количество натрия оксида. Коэффициент про­пускания УФ-радиации для увиолевого стекла состав­ляет 75 %.

Излучение лампы БУВ обладает большим бакте­рицидным действием, так как максимум излучения лампы близок к максимуму бактерицидного действия (254 нм). В то же время образование озона и окислов азота незначительно, поскольку на долю волн, образую­щих эти продукты, приходится 0,5 %. Промышленно­стью выпускаются лампы БУВ-15, БУВ-30, ВУВ-60 и др. (цифра обозначает мощность в ваттах).

В настоящее время ультрафиолетовые лампы широ­ко используются в аптеках для стерилизации воздуха, воды для инъекций и воды дистиллированной, вспо­могательных материалов и т. д.

Для обеззараживания воздуха аптечных помеще­ний используют различные бактерицидные лампы. Количество и мощность бактерицидных ламп должны подбираться с таким расчетом, чтобы при прямом облучении на 1 м³ объема помещения при­ходилось не менее 2—2,5 Вт мощности излучателя, а для экранированных бактерицидных ламп — 1 Вт.

Настенные и потолочные бактерицидные облучате­ли подвешиваются на высоте 1,8—2 м от пола, разме­щая их по ходу конвекционных токов воздуха, равно­мерно по всему помещению. В отсутствие людей стерилизацию воздуха проводят неэкранированными лампами из расчета 3 Вт мощности лампы на 1 м³ поме­щения. Время стерилизации 1,5—2 ч. Удобнее пользо­ваться в аптеках экранированными лампами, лучи которых направлены вверх и не оказывают воздей­ствия на глаза и кожные покровы. Наличие экрани­рованных ламп позволяет обеззараживать воздух в присутствии персонала. В этом случае число ламп определяется из расчета 1' Вт мощности лампы на 1 м³ помещения.

Отечественной промышленностью выпускаются

следующие бактерицидные облучатели. Облучатель бактерицидный настенный (ОБН) представляет собой комбинированный аппарат, состоящий из двух бакте­рицидных ламп по 30 Вт (БУВ-30). Он рассчитан на обеззараживание воздуха в помещении объемом до 30 м³. Облучатель бактерицидный потолочный (ОБП) представляет собой комбинированный аппарат, состоя­щий из двух экранированных и двух неэкранирован- ных бактерицидных ламп БУВ-30, рассчитанный на обеззараживание воздуха объемом до 30 м³. Облуча­тель бактерицидный передвижной маячного типа (ОБПЕ) имеет шесть бактерицидных ламп БУВ-30. Оптимальный эффект наблюдается на расстоянии 5 м до облучаемого объекта. Облучатель используют толь­ко при отсутствии в помещении людей.

Для поддержания чистоты воздуха в отношении наличия в нем микроорганизмов в асептическом блоке целесообразно использовать рециркуляцион­ные воздухоочистители ВОПР - 0,9 и ВОПР-1,5, которые обеспечивают быструю и эффек­тивную очистку воздуха за счет механической филь­трации его через фильтр из ультратонких волокон и ультрафиолетовой радиации. Воздухоочистители могут использоваться во время работы, так как не оказы­вают отрицательного влияния на персонал и не вызы­вают неприятных ощущений. Они надежны и просты в эксплуатации, не требуют квалифицированного обслу­живания. В течение 30 мин работы воздухоочистителя обсемененность микроорганизмами и запыленность воздуха при объеме помещения 60—100 м³ снижается в 10 раз.

При стерилизации воздуха УФ-радиацией необхо­димо учитывать возможность многочисленных химиче­ских реакций (фотораспад, фотоперегруппировка, фо­тосенсибилизация и др.) лекарственных веществ при поглощении ими радиации. Если натрия, кальция и калия хлориды, магния сульфат, натрия цитрат и дру­гие вещества не поглощают излучение в области 254 нм, то барбитал натрия, дибазол, папаверина гид- .рохлорид, апоморфин, новокаин, анальгин поглощают 'jc'ero, следовательно, в этих веществах могут протекать различные фотохимические реакции. Поскольку в настоящее время этот вопрос полностью не изучен, целесообразно все лекарственные вещества, находя­щиеся в помещении, хранить в таре, не пропускающей

УФ-радиацию (стекло, полистирол, окрашенный поль * этилен и др.).

При стерилизации воздуха УФ-радиацией необхо­димо соблюдать правила техники безопасности, чтобы избежать нежелательного воздействия на организм. При неумелом пользовании облучателями может про­изойти ожог конъюнктивы глаз и кожи. Поэтому кате­горически запрещается смотреть на включенную лам­пу. При изготовлении лекарственных препаратов в поле УФ-радиации надо защищать руки 2 % раствором или 2 % мазью новокаина или кислоты параамино- бензойной. Также необходимо систематически провет­ривать помещение, так как при этом образуются окислы азота и озон.

УФ-радиацию используют и для стерилизации воды дистиллированной при подаче ее по трубопроводу, что имеет большое значение при асептическом изготовле­нии лекарственных препаратов в отношении наличия микроорганизмов в нестерильных лекарственных фор­мах. При стерилизации воды дистиллированной не происходит накопления пероксидных соединений. Сле­дует отметить (как положительный фактор), что под влиянием УФ-радиации инактивируются некоторые пирогенные вещества, попавшие в воду.

Для стерилизации воды применяют аппараты с погруженными и непогруженными источниками УФ- радиации. В аппаратах первого типа бактерицидная лампа, покрытая кожухом из кварцевого стекла, по­мещается внутри водопровода и обтекается водой.

В аппаратах с непогруженными лампами последние помещаются над поверхностью облучаемой воды.

В связи с тем, что обычное стекло практически непро­ницаемо для ультрафиолетовых лучей, водопровод в местах облучения делают из кварцевого стекла. Наиболее экономичным является аппарат с погружен­ным источником УФ-радиации, так как отсутствие кварцевого цилиндра значительно удешевляет вес¹: аппарат. В настоящее время имеется возможност- замены кварцевого цилиндра полиэтиленовым, своб но пропускающим УФ-радиацию.

Лампы ультрафиолетового излучения целесооб « но использовать для обеззараживания поступаю¹ в аптеку рецептов и бумаги, являющихся одни? основных источников микробного загрязнения возл и рук ассистента. ,

“ э

■> Ультрафиолетовую радиацию можно использовать также для стерилизации вспомогательных материалов и аптечного инвентаря, что имеет большое значение для создания асептических условий.

В настоящее время изучают возможность стери­лизации лекарственных веществ с использованием ультрафиолетового излучения. Установлено, что рас­творы некоторых лекарственных веществ (стрептоми­цин, натрия хлорид) свободно пропускают ультра­фиолетовые лучи, в то время как другие (стрептоцид, новокаин) их практически не пропускают. Исследова­ния показали, что некоторые лекарственные вещества изменяются при воздействии на них ультрафиолетовой радиации. Так, обнаружены изменения в строении молекул рибофлавина, эргометрина. При облучении ультрафиолетовыми лучами витамина D образуется токсичное вещество — тахистерин. Эти изменения объясняются, возможно, действием озона, образующе­гося под влиянием ультрафиолетовых лучей, и различ­ными другими фотохимическими реакциями.

3. РАДИАЦИОННАЯ СТЕРИЛИЗАЦИЯ

Лучистая энергия губительно действует на клетки живого организма, в том числе на различные микро­организмы. Принцип стерилизующего эффекта этих излучений основан на способности вызывать в живых клетках при определенных дозах поглощенной энергии такие изменения, которые неизбежно приводят их к гибели за счет нарушения метаболических процессов. Чувствительность микроорганизмов к ионизирующему излучению зависит от многих факторов: наличия влаги, температуры и др.

Радиоактивная стерилизация является высокоэф­фективной для крупных производств (см. том 2).

3. ХИМИЧЕСКАЯ СТЕРИЛИЗАЦИЯ

• "О

Этот метод основан на высокой специфической ®$ирательной) чувствительности микроорганизмов к ’ *¥дичным химическим веществам, что обусловливает-

физико-химической структурой их оболочки и про- ■ '■л'гйазмы. Механизм антимикробного действия ве- еще не достаточно изучен. Считают, что некото­

рые вещества вызывают коагуляцию протоплазмы клетки, другие действуют как окислители, ряд ве­ществ влияет на осмотические свойства клетки, многие химические факторы вызывают гибель микробной клетки благодаря разрушению окислительных и дру­гих ферментов.

Химическая стерилизация подразделяется на стери* лнзацию газами и стерилизацию растворами.

Своеобразной химической стерилизацией является метод стерилизации газами и аэрозолями. Для этого можно использовать газы: оксиды этилена и пропи­лена, оксиды p-пропиллактона, полиэтиленоксиды, смесь этилена оксида с углерода диоксидом или мети­лом бромистым и др. (см. том 2).

При химической стерилизации газами погибают вегетативные формы микроорганизмов и плесневые грибы. Чувствительность различных видов микроорга­низмов к ядовитым газам весьма индивидуальна. Так, стрептококки погибают .в воздухе при концентрации этилена оксида 500 мг/м³ в течение 6 ч. Для уничто­жения стафилококков (за это же время) необходимо повысить концентрацию газа в воздухе до 1000 мг/м³, т. е. в два раза. При стерилизации газы поступают в стерилизуемую среду при давлении до 2 кгс/см². Про­должительность стерилизации зависит от проницаемо­сти упаковки, толщины слоя, материала и продол­жается от 4 до 20 ч.

Для химической стерилизации растворами исполь­зуют водорода пероксид и надкислоты (дезоксон-1), стерилизацию проводят в закрытых емкостях из стек­ла, пластмассы или емкостях, покрытых -неповрежден­ной эмалью. Эффективность стерилизации растворами зависит от концентрации активно действующего ве­щества, времени стерилизационной выдержки и темпе­ратуры стерилизующего раствора. Для стерилизации используют 6 % паствор В0др_п^г1гт1^я-^г1ер^г,ксида при тем­пературе стерилизующего раствора не менее 18 °С, время стерилизационной выдержки составляет 6 ч, при температуре 50 °С — в два раза меньше. Для стерилизации используют также 1 % раствор лезо- кгона-L (по надуксусной кислоте) ' ири""^,гемпературе стерилизующего раствора не менее 18 °С, время стерилизационной выдержки составляет 45 мин. Хими­ческую стерилизацию растворами проводят при пол­ном погружении изделия в раствор, после чего изде­лие промывают стерильной водой в асептических усло­виях.

Метод рекомендуется для изделий из полимерных материалов, резины, стекла, коррозионностойких мате­риалов.

Контроль параметров химической стерилизации растворами проводят химическим и физическим ме­тодами, определяя содержание активно действующего вещества в исходном и рабочем растворах, а также температуру рабочего раствора.

В заключение следует отметить, что среди лекар­ственных веществ имеются вещества, обладающие .сильным бактерицидным действием, поэтому растворы этих веществ не нуждаются в стерилизации. К таким веществам относятся гексаметилентетрамии, аминазин, дипразин, колларгол, протаргол, сулема (0,1 % и бо­лее), калия перманганат (0,1 % и более) и др.

Контроль стерильности инъекционных лекарствен­ных препаратов, изготовляемых в аптеках, по приказу Минздрава СССР № 573 от 30.11.62 г. осуществляют санитарно-эпидемиологические• станции. Последние обязаны не реже двух раз в квартал осуществлять контроль стерильности растворов для инъекций, глаз­ных капель и воды дистиллированной, используемой для их изготовления; ежеквартально проводить выбо­рочный контроль воды дистиллированной и растворов для инъекций, изготовляемых в аптеках, на пироген- ные вещества в соответствии с требованиями ГФ XI.

В ГФ XI большое внимание уделено проблеме сте­рильности. Во 2-й выпуск включен раздел «Микро­биологические методы контроля качества лекарствен­ных средств», состоящий из статей «Испытание на стерильность» и «Испытание на микробиологическую чистоту лекарственных средств». С целью получения достоверных результатов при проверке стерильности включено определение антимикробного дей^вия ле­карственных средств на 5 тест-культурах. При уста­новлении их антимикробной активности указана необходимость инактивации антимикробного действия с использованием соответствующих веществ. В статьях унифицированы отбор проб анализа, температура инкубации и т. д. Введен также метод мембранной фильтрации при определении стерильности лекарствен­ных средств, обладающих антимикробным действием, и лекарственных средств в объеме более 100 мл

1. Какие лекарственные формы готовят в условиях асептики? Чем обусловлено это требование?

2. Как обеспечиваются условия асептики в аптеках?

3. В чем заключается опасность пирогенности инъекционных ле­карственных форм?

4. Какие методы стерилизации используются в технологии лекар­ственных форм?

5. Как осуществляется надежность термической стерилизации?

6. Почему при паровом методе стерилизации используют насыщен­ный пар?

7. Какие имеются методы контроля термической стерилизации?

8. Как используется метод ультрафиолетовой радиации в усло­виях аптек?

9. Каковы возможности и перспективы использования стерилиза­ции фильтрованием в условиях аптек?

10. На основании какой нормативно-технической документации осуществляется контроль простерилизованных объектов? Как часто?