6 курс / Судебная медицина / Актуальные_вопросы_судебно_медицинской_экспертизы_трупа_В_Клевно

Лебедева Т.В., Назаров Ю.В.

РЕНТГЕНОСПЕКТРАЛЬНЫЙ ФЛУОРЕСЦЕНТНЫЙ АНАЛИЗ В ЭКСПЕРТИЗЕ ПОВРЕЖДЕНИЙ, ПРИЧИНЯЕМЫХ ПИЛЯЩИМИ ОРУДИЯМИ

Санкт–Петербург

С ростом применения в преступных целях пилящих предметов, в которых возвратно-поступательное движение полотна осуществляется за счёт энергии электродвигателя (электролобзиков), перед судебно–медицинскими экспертами встаёт ряд вопросов по определению характера причинённого повреждения (т.е. отнесение его к пиленому), вида пилящего предмета, характеристики и состав полотна и др.

Для решения данных вопросов, как правило, применяют визуальные методы, позволяющие установить лишь только морфологические признаки этих повреждений.

Применяемые спектральные методы: эмиссионный спектрографический, пламенная эмиссионная фотометрия, инфракрасная спектрометрия, атомно– абсорбционный анализ, искровая масс-спектрометрия и др. – обладают высокой чувствительностью, достаточно распространены и достоверны. Но, не смотря на очевидные достоинства, имеют ряд недостатков (сложная пробоподготовка, уничтожение пробы в процессе исследования, большая трудоемкость).

Рентгеноспектральный флуоресцентный анализ (РСФА) – современный и перспективный метод спектрального анализа элементного состава, работающий на атомарном уровне.

Преимущества рентгеноспектрального флуоресцентного метода по сравнению с другими методами исследования:

1)определение элемента не зависит от химического состава образца, т.к. рентгеновские лучи взаимодействуют с элементами как таковыми;

2)рентгеноспектральный анализ является «не разрушаемым» методом исследования;

3)образцы могут исследоваться без предварительной пробоподготовки;

4)продолжительность анализа одного образца – 20 минут.

Недостатком рентгеноспектрального флуоресцентного метода является низкая чувствительность к таким элементам как сурьма и олово, которые рекомендуется определять методом эмиссионного спектрального анализа.

В своей работе мы попытались изучить закономерность отложения некоторых металлов в области повреждений, причинённых пилами, в которых возвратно-поступательное движение полотна осуществляется за счёт энергии электродвигателя (электролобзиками). Для серии экспериментов нами был взят электролобзик с вертикальным ходом режущего края (частота движения полотна

– 1500 колебаний в минуту) и ручная ножовка по дереву.

Объекты исследования были экспериментально получены в медикокриминалистическом отделении СПб ГУЗ БСМЭ и изучены в спектральной лаборатории СПб ГУЗ БСМЭ.

Для чистоты эксперимента, полотно электролобзика и полотно ножовки взяты с одинаковыми характеристиками (новые, по дереву, тип зубцов «волчий зуб», простая внутренняя разводка, состав полотна: железо, медь, покрытие – хром). Полученные торцовые части костных распилов упаковывали отдельно друг от друга и доставляли в тот же день в спектральную лабораторию, где проводили рентгеноспектральный флуоресцентный анализ.

Всего было получено 5 торцовых частей костных распилов электролобзиком, 5 торцовых частей костных распилов ручной ножовкой и 5 контрольных участков костной ткани.

Поверхности торцовых частей костных распилов исследовали на рентгено-флуоресцентном спектрометре «Спектроскан LF» – автоматизированном аппарате, который предназначен для элементного анализа химического состава твердых, жидких, порошкообразных образцов. Программнометодическое обеспечение, сопровождаемое спектрометр, позволяет проводить качественный анализ образцов и выполнять дальнейшую обработку полученных спектров. В режиме качественного анализа происходит автоматический поиск спектральных линий элементов, входящих в состав образцов. Таким образом, определяется наличие тех или иных химических элементов. Примененная рентгенооптическая схема, обладающая высокой светосилой, превышает в 100– 1000 раз светосилу традиционных спектрометров. Это позволило использовать маломощную рентгеновскую трубку мощностью 40 Вт против обычно используемых 4000 Вт. Диапазон определяемых элементов от Ca до U, чувствительность 0,0001%.

Были выделены спектры железа, хрома, цинка, никеля, меди. Высокий холостой сигнал от рентгеновской трубки на аналитических линиях меди затрудняет ее сравнительный с контролем анализ.

В результате исследования методом рентгеноспектрального флуоресцентного анализа, с последующей математической обработкой результатов, установлено, что на поверхности торцовых частей костных распилов, произведённых ручной ножовкой, достоверно повышенного содержания привнесённых металлов не обнаружено. На поверхности торцовых частей костных распилов, произведённых электролобзиком, обнаружено наличие хрома и содержание железа пятикратно превышающее контрольное.

Таким образом, при проведении экспертиз пиленых повреждений с помощью рентгеноспектрального флуоресцентного анализа и с учётом морфологической картины, можно не только установить воздействие пилящим предметом с высокой частотой движения полотна (т.е. применение электролобзика), но и сделать предположение о химическом составе полотна.

Башарова Р.В., Мансурова Р.Г., Мусина Л.Д., Хакимова А.Л.

ИДЕНТИФИКАЦИЯ АЦЕТАЛЬДЕГИДА В БИОЛОГИЧЕСКИХ ОБЪЕКТАХ ГАЗОХРОМАТОГРАФИЧЕСКИМ МЕТОДОМ

Казань

Судебно-медицинская диагностика причины смерти в случаях алкогольной интоксикации нередко вызывает серьезные затруднения. Это в первую очередь относится к тем случаям, когда отсутствуют достаточно выраженные изменения внутренних органов, а концентрация этанола в крови либо незначительна, либо он вообще не обнаруживается. В подобных ситуациях объективным доказательством алкогольной интоксикации может служить обнаружение продуктов окисления этанола, в частности ацетальдегида, т.к. он служит одной из причин похмельного состояния, долго сохраняясь в организме

[1].

Ацетальдегид (АЦ) – уксусный альдегид, органическое соединение, легко летучая бесцветная жидкость с удушающим запахом, смешивается во всех отношениях с водой, спиртом, эфиром. АЦ обладает всеми типичными свойствами альдегидов. В присутствии минеральных кислот он полимеризуется в жидкий тримерный паральдегид и тетрамерный метальдегид. Пары тяжелее воздуха, на воздухе окисляется с образованием перекисей. При разбавлении водой приобретает фруктовый запах. Применяют в огромных масштабах в производстве уксусной кислоты, уксусного ангидрида, различных фармацевтических препаратов и др. [2].

В организме человека постоянно присутствует эндогенный этанол, образующийся в биохимических процессах. Источник эндогенного этанола – эндогенный ацетальдегид, являющийся продуктом углеводного обмена, который образуется главным образом в результате декарбоксилирования пирувата при участии соответствующего фермента пируватдегидрогеназного комплекса. По литературным данным концентрация эндогенного этанола в крови здоровых людей в среднем составляет 0,0004 г/л; максимальные значения не превышают сотых долей г/л, концентрация эндогенного ацетальдегида в 100-1000 раз меньше. АЦ является основным промежуточным метаболитом этанола. Основной путь – с участием алкогольдегидрогеназы по схеме

С2Н5ОН + NAD+ СН3СНО + NADH + H+

Образующийся АЦ окисляется альдегиддегидрогеназой (АДГ) до ацетата [3]. В течение 1 часа в организме человека м.б. метаболизировано 7-10 г алкоголя, что соответствует снижению его концентрации на 0,1-0,16‰. Окислительные процессы могут активироваться и достигать 0,27‰/час. Длительность токсикодинамики определяется в первую очередь количеством принятого алкоголя. При приеме больших количеств АЦ может сохраняться в организме 1 сутки и дольше. В течение 1-2 ч. после взятия крови у живых лиц

ферментативное окисление алкоголя прекращается, равно как и после наступления смерти в крови трупов [4]. Основным местом образования АЦ из этанола и последующего его окисления является печень. Поэтому наибольшее количество ацетальдегида определяли в печени, затем в крови, наименьшее – в цереброспинальной жидкости.

Идентификацию АЦ в биологических объектах проводили на газовом хроматографе «Кристаллюкс-4000М», снабженного компьютерной программой «Netchrom», пламенно-ионизационным детектором на капиллярных колонках. Использовались три капиллярные колонки:

-колонка № 1 30 м/0,53 мм/1,0µ, ZB – WAX (Polyethylen Glycol);

-колонка № 2 30 м/0,32 мм/0,5µ, ZB – 5 (5% Penyl methyl polysiloxane);

-колонка № 3 50 м/0,32 мм/0,5µ, HP – FAPP.

Температура колонок 50°С, температура детектора 200°С, температура испарителя 200°С. Скорость потока газа носителя (азота) 30 мл/мин, воздуха 500 мл/мин, водорода 60 мл/мин.

Отмечали хорошее разделение смеси: ацетальдегид+диэтиловый эфир+ацетон+этилацетат. Обнаружению и определению ацетальдегида не мешают: ацетон, метанол, этанол и другие алифатические спирты, этилацетат, хлорорганические соединения, ароматические углеводороды, диэтиловый эфир

(табл. 1).

Таблица 1

Результаты идентификации ацетальдегидов в смеси с другими веществами

Колонка №3 HP – FAPP не использовали для количественного анализа, т.к. она требует больших временных и экономических затрат.

Для построения калибровочного графика ацетальдегида использовались водные растворы ацетальдегида (х.ч. для хроматографии), с концентрацией: 1,5 мг/л; 15 мг/л; 30 мг/л; 60 мг/л; 150 мг/л. В качестве внутреннего стандарта - водный раствор ацетонитрила с концентрацией 78 мг/л.

Методика исследования: во флакон из стеклодрота, содержащий 0,5 мл 50% раствора фосфорно-вольфрамовой кислоты помещали 0,5 мл внутреннего стандарта – раствор ацетонитрила с концентрацией 78 мг/л и 0,5 мл раствора

ацетальдегида с известной концентрацией. Для уменьшения парциального давления паров воды к смеси добавляли 2 г безводного сульфата натрия. Флакон закрывали резиновой пробкой, фиксировали зажимом и нагревали в кипящей водяной бане в течение 5 мин. и 0,5 мл тёплой парогазовой фазы вводили в

испаритель хроматографа (табл. 2). Производили расчёт фактора чувствительности для 2 колонок.

Таблица 2

Производили расчёт фактора чувствительности для 2-х колонок

Обозначения: Sх – площадь пика ацетальдегида; Sст – ацетонитрила.

График зависимости отношения площадей от концентраций ацетальдегида для 1-ой колонки представлен на рис. 1.

Рис. 1. Зависимости отношения площадей от концентраций ацетальдегида.

По вышеописанной методике проводили исследования из биологических объектов (кровь, моча, вещество головного мозга, печень, почка и др.).

Исследовано 40 случаев при подозрении на отравление «суррогатами алкоголя» (табл. 3).

Таблица 3

Структура случаев при подозрении на отравление «суррогатами алкоголя»

Примером может служить следующий случай из практики.

Доставлен труп мужчины 40 лет из реанимационного отделения больницы, где находился 4 часа, в анамнезе для лечения использован «Эспераль». В процессе судебно-химического исследования биологических объектов не обнаружены дисульфирам и другие лекарственные вещества. В крови этиловый алкоголь не обнаружен. Обнаружен АЦ с концентрацией: 0,5 мг/л в крови, 28 мг/л в желудке, 2 мг/л в печени, 1 мг/л в почке, 29 мг/л в кишечнике.

При одновременном употреблении этилового алкоголя и дисульфирама (тетурам) образуется АЦ. Механизм заключается в том, что дисульфирам ингибирует фермент алкогольдегидрогеназу, задерживая окисление этанола на уровне АЦ, что приводит к интоксикации организма человека. Некоторые лекарственные препараты могут оказывать тетурамоподобную активность, вызывая непереносимость к алкоголю. Это, прежде всего, хлорпропамид, и др. противодиабетические сульфаниламидные препараты, метронидазол и др., производные нитро- 5- имидозола, бутадион, антибиотики [5].

Таким образом, можно заключить, что:

Для решения задачи был использован современный высокочувствительный газовый хроматограф «Кристаллюкс-4000М» с детектором ДИП и компьютерной программой «Netchrom», который позволяет определять малые концентрации АЦ близкие к эндогенным.

Предложены новые селективные, высокочувствительные капиллярные колонки с фазами ZB-WAX, ZB-5, позволяющие обнаружить до 100 мкг (0,001‰) ацетальдегида в исследуемых пробах.

Подобраны оптимальные условия, позволяющие проводить газохроматографический скрининг ацетальдегида и следующих органических растворителей: алифатических спиртов, хлорорганических растворителей, ароматических углеводородов, этилацетата, ацетона и диэтилового эфира в течение 15 минут.

Список литературы:

1. Савич В.И., Валладарес Х.А., Гусаков Ю.А., Скачков З.М. // Суд.-мед.

эксперт. – 1990. - № 4. – С. 24-27.

2.Моррисон Р., Бойд Р. // Органическая химия, пер. с англ. – М., 1974. – 1978.

3.Методы исследования и токсикология этилового алкоголя Л.Н. Шитов (химико-токсикологическая лаборатория ЯОКНБ). – 2007.

4.Альберт А. Избирательная токсичность. – М., 1989. – Т. 1. – С. 213.

5.Успенский А.Е., Листвина В.П. // Фармакол. и токсикол. 1984. - № 1. – С. 119-

122.

6.Clarkes Analysis of Drugs and Poisons, London: Pharmaceutical Press. Electronic version. – 2004.

Бушуев Е.С., Бабаханян Р.В., Соловьева Т.Л.

ОБ ИДЕНТИФИКАЦИИ ЛЕКАРСТВЕННЫХ СРЕДСТВ С ПРИМЕНЕНИЕМ СКРИНИНГОВОЙ СИСТЕМЫ НА ОСНОВЕ УЛЬТРАФИОЛЕТОВОЙ СПЕКТРОФОТОМЕТРИИ

порошкообразных веществ, а также лекарственных средств (таблеток, капсул, ампулированных растворов и др.) нередко встает перед следственными органами при обнаружении их на месте происшествия и подозрении на возможное употребление, приведшее к отравлению, в том числе и со смертельным исходом.

Для установления состава лекарственных средств, а тем более для обнаружения их в организме человека необходимы специальные знания в области аналитической токсикологии, судебной и токсикологической химии.

Производство таких исследований (или экспертиз) поручается судебномедицинским экспертам-химикам Бюро судебно-медицинских экспертиз или врачам-лаборантам химико-токсикологических лабораторий. При этом анализ вещественных доказательств должен предшествовать анализу биожидкостей (кровь, моча и др.) и биотканей пострадавшего с целью экономии последних и проведения целенаправленного исследования.

Для получения достоверных результатов исследования и сокращения сроков их проведения необходимы методики, позволяющие обнаружить токсическое вещество, а затем с применением других методов идентифицировать это соединение.

Нами предложена скрининговая система идентификации наркотических средств, а также психотропных, сильнодействующих, ядовитых и лекарственных веществ с применением ультрафиолетовой спектрофотометрии.

Настоящая работа выполнена на отечественном саморегистрирующем спектрофотометре «СФ-2000-01», предназначенного для измерения спектральных коэффициентов направленного пропускания жидких и твердых прозрачных образцов в диапазоне длин волн 200-750 нм. Спектрофотометр работает под управлением внешней ЭВМ. К числу достоинств спектрофотометра «СФ-2000- 01» следует отнести:

-быстрота снятия спектра; -автоматическая отметка максимумов поглощения; -создание базы данных;

-возможность сравнения спектра анализируемого вещества со спектрами веществ-свидетелей из базы данных; -возможность снятия спектров 9 образцов одновременно;

-проведение количественных определений по калибровочному графику или расчетным методом.

Идентификация токсических веществ спектрофотометрическим методом проводится посредством сравнения полученного ультрафиолетового спектра (УФ

спектра) с базой данных соответствующих УФ спектров стандартных образцов наркотических средств, психотропных, сильнодействующих, ядовитых и лекарственных веществ, снятых при тех же условиях (спектрофотометр, кювета, диапазон длин волн).

Для идентификации анализируемого соединения или отнесения его к той или иной группе токсических веществ нами предлагается снятие УФ спектра в 0,1 М растворе хлористоводородной кислоты.

Пробоподготовка и приготовление раствора для спектрофотометрического анализа.

Исследование объектов небиологического происхождения:

а) порошки, капсулы, таблетки массой более 0,1 г. Содержимое (1-5 мг порошка), вносят в пенициллиновый флакон, куда добавляют 5 мл 0,1 М раствора хлористоводородной кислоты. Флакон закрывается полиэтиленовой пробкой и смесь интенсивно перемешивают в течение 1 мин. При наличии взвеси или опалесценции раствора следует профильтровать смесь через бумажный фильтр. Полученный раствор переносят в кварцевую кювету с толщиной измеряемого слоя 10 мм и снимают спектр поглощения в интервале 220 – 360 нм;

б) невскрытые ампулы или пустые ампулы, неизвестные жидкости. При исследовании неизвестной жидкости и содержимого ампул в кювету помещают 1 мл раствора, добавляют 4 мл 0,1 М раствора хлористоводородной кислоты, смесь интенсивно перемешивают и снимают УФ спектр раствора. В случае отсутствия жидкости в ампуле производится смыв с внутренней и наружной (обязательно, если имеются остатки в виде налета) поверхностей 5 мл 0,1 М раствора хлористоводородной кислоты. Полученный раствор исследуют по схеме, представленной ниже;

в) таблетки с массой до 0,1 г, содержащие достаточно малые количества лекарственного вещества (до 1 мг). Таблетку измельчают, к порошку (или части порошка) измельченной таблетки добавляют 5 мл 0,1 М раствора хлористоводородной кислоты и смесь интенсивно перемешивать в течение 5 минут. Полученную взвесь необходимо профильтровать через бумажный фильтр, фильтрат перенести в кварцевую кювету и снять ультрафиолетовый спектр;

г) мази. Мазь (0,5-1,0 г) переносят в пенициллиновый флакон или делительную воронку, в которые добавляют 5 мл 0,1 М раствора хлористоводородной кислоты и смесь интенсивно взбалтывают в течение 5 минут. Извлечение фильтруют и снимают УФ-спектр фильтрата.

Исследование объектов биологического происхождения.

Химико-токсикологический анализ биообъектов отличается от анализа объектов небиологического происхождения на стадии пробоподготовки. При этом пробоподготовка биожидкостей отличается от соответствующей операции с внутренними органами.

Пробоподготовка биожидкостей.

Химико-токсикологический анализ биожидкостей следует начинать с исследования мочи, с которой из организма выводятся токсические вещества, как в нативном виде, так и в виде метаболитов.

Для выделения веществ в нативном виде проводят жидкость-жидкостную экстракцию при различных значениях рН среды. При значениях рН 2-5 в органический растворитель экстрагируются соединения, обладающие кислотными свойствами, а при рН 8-11 – соединения слабоосновного и основного характера. Таким образом, при жидко-жидкостной экстракции происходит разделение смеси веществ, если таковые присутствуют в объекте исследования, на вещества кислого и основного характера.

Полученные извлечения концентрируют до объема 1-5 мл. Аликвотную часть извлечений испаряют досуха. К остаткам добавляют по 5 мл 0,1 М раствора хлористоводородной кислоты и после интенсивного перемешивания и настаивания в течение 1-2 минуты растворы фильтруют в кюветы и снимают ультрафиолетовые спектры поглощения.

Выделение токсических веществ из спинномозговой и синовиальной жидкостей проводится по той же схеме, представленной при анализе мочи.

При исследовании рвотных масс следует отделить остатки пищи от жидкости посредством вакуум - фильтрации или фильтрования через вату, марлю или бумагу. Далее с фильтратом проводят операции, указанные выше.

Кровь или плазма крови исследуется целенаправленно по соответствующим методикам после проведения исследования мочи и установления химической природы отравляющего вещества.

Пробоподготовка внутренних органов.

Выделение токсических веществ из внутренних органов проводится с применением так называемых общих методов изолирования подкисленным спиртом или подкисленной водой. Выделение биологически активных веществ может быть произведено подкисленным ацетоном или ацетонитрилом.

После получения концентрированного извлечения из анализируемого органа проводится жидкость-жидкостная экстракция как из кислой, так и щелочной среды. После испарения части извлечений досуха анализ проводится по схеме, приведенной при исследовании биожидкостей.

Снятие спектра поглощения и интерпретация результатов анализа.

Снятие спектра поглощения в ультрафиолетовой области спектра осуществляют в диапазоне длин волн 220-360 нм в кварцевой кювете с толщиной измеряемого слоя 10 мм.

Необходимо отметить, что максимальное значение оптической плотности анализируемого раствора должно быть не более 2,5. В случае превышения этого значения оптической плотности (что характерно для веществ с высоким значением показателя поглощения) необходимо разбавить раствор. Разбавление раствора следует проводить постепенно, чтобы не допустить ситуации, когда в результате разведения раствора максимумы поглощения могут быть не отмечены в результате получения сильно разбавленного раствора. Естественно, что последний вариант может иметь место при анализе веществ с низким значением показателя поглощения.

Поэтому снятие ультрафиолетового спектра поглощения должно проводится поэтапно от максимально концентрированного раствора до