Радиобиология / Моссэ И. Б., Морозик П. М. Генетические эффекты ионизирующей радиации

Используя окраску акрихин-ипритом, с помощью флуоресцентного ми- кроскопа М. Холмберг [98] установил, что разрывы хромосом лимфоцитов че-

ловека под действием облучения возникают преимущественно в К-областях хромосом и частота разрывов в каждой хромосоме пропорциональна длине этих участков. При этом оказалось, что структурные изменения хромосом не затрагивают С-областей [91].

Интересно, что существуют отдельные особенно «ломкие» сайты хромо-

сом, причем они специфичны для разных генотипов. Например, при изучении двух инбредных генетически чистых линий мышей для одной из них были обнаружены три «ломких» участка (12А2, 15А2, 19А2), а для другой – один (19В). Частота клеток с «ломкими» участками 15А2 и 19В увеличивалась при добавлении ФУДР [99]. Существует мнение, что разрывы хромосом происхо- дят в результате не только специфического биохимического действия мутаге-

на, но и биофизических или физико-химических напряжений [100].

Сроки воздействия и фиксации. Результаты определения уровня хромо-

сомных перестроек в соматических клетках существенно искажаются при длительном воздействии мутагенных факторов. Одной из причин этого явля-

ется элиминация короткоживущих клеток, вместе с которыми элиминируются и перестройки. Тем более что вероятность гибели клеток с повреждениями выше, чем нормальных. Вторая причина – это гетерогенность клеток по чувстви-

тельности к мутагенам. Так, А. Леонард отмечал, что популяции лимфоцитов обладают разной чувствительностью, причем чувствительная субпопуляция активно элиминируется и приводит к снижению частоты клеток с хромосом-

ными нарушениями [101]. При длительных воздействиях мутагенных агентов происходит адаптация популяций к этим мутагенам. Популяции становятся более резистентными, что также приводит к существенному занижению ре- зультатов оценки генетической опасности мутагенных факторов по сравне-

нию с результатами исследования однократных мутагенных воздействий. Необходимо учитывать и тот факт, что с увеличением сроков культивиро-

вания клеток в них нарастает асинхронизация. Так, даже в синхронизирован- ной культуре лимфоцитов человека уже через 5 ч культивирования появляют- ся клетки второго деления [101], через 48 ч образуется смесь клеток двух деле-

ний, а через 80 ч – пяти делений [102].

При облучении гепаринизированной цельной крови индийских мунтжа-

ков через 48 ч культивирования обнаружена разная частота хромосомных аберраций в метафазах 1, 2 и 3-го митозов. Автором установлено, что 50 % дицентриков и 12 % колец переносится из первого цикла во второй. В первом цикле после облучения в дозе 4 Гр было найдено 94 % аномальных клеток, а во втором – 73 %. После третьего цикла частота хромосомных нарушений существенно снижается [103]. Эти данные неоспоримо свидетельствуют о том, что нельзя изучать количественные закономерности индуцирования цитоге-

нетических повреждений в клетке без идентификации первого и последующих клеточных делений.

80

Роль условий проведения опытов. На результаты цитогенетических иссле-

дований могут оказывать влияние условия проведения опыта. Например,

влимфоцитах периферической крови человека был обнаружен «эффект хране-

ния» [104]. Для изучения его влияния на частоту аберраций хромосом были проведены исследования в двух вариантах. В первом варианте обработанные мутагеном лимфоциты стимулировали к делению с помощью ФГА и БДУ

втечение 0–9 дней, а во втором варианте опытов ФГА и БДУ добавляли в культуру клеток сразу же после обработки мутагеном. Оказалось, что в обоих ва- риантах опытов частота хромосомных перестроек хроматидного и хромосом- ного типа интенсивно увеличивалась вплоть до последнего срока культивиро- вания, в то время как частота СХО возрастала постепенно, достигая максиму- ма на 6-й день, а затем начинала снижаться. Установлено, что на частоту абер-

раций в лимфоцитах влияют не только сроки хранения, но и температура хранения и посуда, в которой хранилась кровь перед облучением [105]. Так,

вклетках крови, хранившейся при t = 5 °С ввтечение173ччввпластиковыхсососудах, после облучения частота аберрантных клеток была в два ра за больше, чем в лимфоцитах свежей крови. Статистически значимое увелич ение уровня хромосомных перестроек наблюдалось и при хранении крови до об лучения

втечение 24, 48 и 72 ч при t = 5, 20 и 37 °С. Однако хранение крови в течение 48 ч при t = 20 °С в стеклянных сосудах не повышало частоты аберраций по сравнению со свежей кровью. Был сделан вывод о сенсибилизирующем дей-

ствии пластмассы на наследственные структуры лимфоцитов [105]. Возможны и другие артефакты, влияющие на результаты генетических

исследований. Так, Митчел указывал [106], что размер проб, количество повторностей, выбор метода статистической обработки данных, а также экспе- риментальные артефакты и случайные ошибки могут быть причинами проти-

воречивости данных, получаемых в разных лабораториях при исследовании одного и того же генотоксического агента. Например, к артефактам может привести также отсутствие тщательной отмывки культуры [107]. В некоторых опытах даже показатели осмотического давления, концентрация ионов и рН среды влияли на результаты цитогенетических исследований [108].

Таким образом, на индукцию хромосомных перестроек в отличие от точ-

ковых мутаций влияют самые разнообразные факторы. Зависимость уровня структурных мутаций от многообразных клеточных характеристик свиде- тельствует о том, что образование аберраций тесно связано с метаболически-

ми процессами в клетке, и в частности с репарационными.

Различия в индукции хромосомных и точковых мутаций, очевидно, связа- ны с их разной природой и механизмами образования. В связи с тем, что точ-

ковые мутации – это изменения на уровне нуклеотидов ДНК, не затрагивающие белковый компонент нуклеопротеида и не нарушающие в процессе своего формирования целостность хромосомы, а для образования структур-

ных перестроек обязательны разрывы ДНК и участие белкового компонента,

то и возможности для репарации предмутационных повреждений при образо-

вании точковых и структурных мутаций различны.

81

Исследования роли белково-нуклеиновых взаимодействий в репарации ДНК в клетках эукариот доказали влияние состояния хроматина на репара-

цию ДНК [109, 110]. В частности, установлено, что кинетика репарации на уровне ДНК и хромосом после гамма-облучения совершенно отличается в зо- нах с различной степенью спирализации [111]. Это объясняется тем, что до-

ступ ферментов репарации к ДНК в составе хроматина ограничен. Так, по данным У. Бодела и соавт. [112], структурное состояние хроматина влияет на распределение репаративного синтеза не только на уровне нуклеосом, но и на более высоких уровнях его упаковки, а по данным работы A. Клаг и соавт. [113], доступ нуклеазы к ДНК ограничен гистоновой сердцевиной, с одной стороны, и прилегающим витком суперспирали ДНК – с другой. Установлено также, что изменение организации хроматина в интерфазном ядре приводит к нарушению репарационных процессов, причем упаковка ДНК в эу- и гете- рохроматине хромосом находится под разным генным контролем [114]. В не- которых случаях особенности строения хроматина могут ограничивать репа- рацию ДНК (например, в нестимулированных лимфоцитах и высокодиффе-

ренцированных клетках хрусталика глаза). По данным работы Д. Сучию [115], плотная упаковка хроматина препятствует репарации радиационных повреж-

дений, что способствует развитию ядерных пикнозов. В ней приводятся факты зависимости радиочувствительности от структурных и топологических осо-

бенностей организации хроматина в интерфазных клетках и высказывается мнение, противоположное устоявшемуся в радиобиологии, о том, что радио-

чувствительность клеток пропорциональна объему интерфазных хромосом. В то же время при постоянном количестве ДНК радиочувствительность обратно пропорциональна объему ядра. Например, объем ядер радиочувстви-

тельных лимфоцитов колеблется от 20 до 65 мм3, тогда как для клеток печени ядерный объем достигает нескольких тысяч. Другими словами, радиочув-

ствительность клетки прямо пропорциональна плотности упаковки ДНК при постоянном ее количестве [115].

Процесс созревания хроматина сопровождается повышением устойчиво-

сти ДНК к нуклеазам [116]. На разных стадиях мейоза хроматин в различной степени защищен от воздействия нуклеаз, однако, по данным А. А. Строкова [117], эта устойчивость не пропорциональна степени конденсации хроматина. Следовательно, кроме плотности упаковки есть и другие факторы, затрудняющие доступ нуклеаз к ДНК.

Отмечено также, что поли(АДФ)рибозилирование хроматина имеет функ- циональное значение для репарации ДНК, вызывает ослабление белково-ну- клеиновых взаимодействий в участках репарации ДНК и обеспечивает их до- ступность для ферментов эксцизионной репарации [110]. В работе И. А. Рапо- порта и др. [118] описан антимутаген ПАЕ, эффективность которого объясня- ется тем, что он делает ДНК доступной для ферментов репарации. И наобо- рот, ингибиторы топоизомераз новобиоцин и налидиксовая кислота предот- вращают релаксацию суперспирализованной ДНК, что приводит к ингибиро-

ванию начального этапа репарации [119, 120].

82

Следовательно, повреждения на уровне нуклеотидов могут быть недо- ступными для ферментов репарации, так как защищены «белковым футля- ром» [121–124]. Повреждения репарабельны или нерепарабельны в зависимо- сти от их локализации [125]. Очевидно, часть изменений нуклеотидов усколь-

зает от репарации: они либо не узнаются репарационными ферментами, так как не нарушают вторичную структуру молекулы, либо прикрыты белком

инедоступны для репарационных ферментов. Например, не удалось зареги-

стрировать репарации метилированных пуринов в ДНК из экстрактов эмбрионов дрозофилы [126]. Авторы предполагают, что отсутствие ДНК-гликозилаз- ной активности у дрозофилы свидетельствует о недостаточности системы эксцизионной репарации для удаления модифицированных оснований в ДНК. Известно, что после хронического облучения экспериментаторы фиксируют меньшее количество индуцированных мутаций, чем после острого в той же дозе. Объясняется это тем, что при длительном облучении с малой мощно-

стью дозы системы восстановления имеют больше времени и возможностей для репарации возникающих предмутационных повреждений. Например, при хроническом УФ-облучении в конидиях нейроспоры возникает в 4–7 раз меньше мутаций, чем при остром.

Установлено, что при хроническом облучении у нейроспоры образуются исключительно точковые мутации, а не мультигенные делеции, как при остром [127]. Такие точковые мутации названы «устойчивыми к репарации» и показано, что величина эффекта «доза – время облучения» (частота мутаций при остром облучении, деленная на частоту мутаций при хроническом облу- чении при равной общей дозе) различна для отдельных сайтов. Этот факт ука-

зывает на то, что точковые мутации могут быть связаны с определенными нуклеопротеидами или конфигурацией ДНК.

Отом, что точковые мутации могут формироваться без участия репарационных ферментов, свидетельствует и работа [128]. Авторами обнаружены вставки Р-транспозонов в сайтах мутаций, индуцированных при синдроме дисгенезиса у гибридов дрозофилы, и исследовано влияние нарушений систем репарации ДНК (пострепликативной и эксцизионной) у разных линий дрозо-

филы на активность Р-транспозонов. Оказалось, что нарушения одного или двух путей репарации не влияют на транспозицию Р-элементов. Был сделан вывод о том, что Р-транспозоны функционируют независимо от систем репа-

рации ДНК и сами кодируют продукты, необходимые для осуществления процесса их транспозиции, так же, как и мобильные элементы прокариот

инизших эукариот [128].

Согласно современным представлениям о функционировании репаратив-

ных систем в клетках эукариот отдельные биохимические реакции репарации ДНК протекают не независимо, а взаимосвязанно и некоторые из них позволя-

ют клетке функционировать, несмотря на присутствие повреждения, причем синтез ДНК может идти «в обход» нерепарированных повреждений [129].

83

Очевидно, этим и объясняются факты отсутствия репарации в клетках млекопитающих, обнаруженные в ряде работ. Так, в работе Р. Майн и соавт. показано, что в некоторых линиях животных клеток димеры не вырезаются [130]. В работе Н. П. Дубинина отмечается, что клетки почти всех млекопита-

ющих вообще лишены фотореактивирующего фермента [131]. В то же время в исследовании Х. Харм делается вывод о том, что в клетках роговицы глаза возникают «не фоторепарируемые поражения», хотя тесты IN vitro (при экс- тракции ДНК из этих же клеток) показывают, что фотореактивируемые пора-

жения ДНК фактически полностью репарируются [132].

Нерепарабельные или нерепарированные повреждения доживают до син- теза ДНК и фиксируются в точковые мутации редупликационным механиз-

мом [131].

Ряд авторов считают, что измененные основания вызывают мутации ско- рее путем неправильного спаривания, чем путем склонной к ошибкам репара- ции [133–135]. Предполагается, что причиной возникновения ошибок спарива-

ния является ионизация оснований ДНК [136, 137]. В работе М. Гудман и соавт. показано, что частота образующихся ошибочных спариваний оснований не согласуется с таутомерной моделью [138]. Предполагается, что выбор ну-

клеотидов управляется не ферментом, а различиями в свободных энергиях спаривания оснований, так как отдельные водородные связи обладают раз-

личной связывающей способностью в зависимости от их расположения. Механизм образования замены пар оснований путем неправильного спа-

ривания описан в ряде работ [139–142]. Например, в работе Н. П. Дубинина и соавт. приводится схема обнаружения мутаций путем встраивания изменен- ного основания при вегетативной репликации и делается вывод о том, что вы-

явление мутаций определенного типа зависит не от эксцизионной репарации, а от вегетативной репликации ДНК [143]. При этом событием, фиксирующим мутации, является ошибка репликации на данном участке ДНК.

Известно несколько типов процессов ошибочного спаривания оснований. Среди них – таутомеризация, ионизация и конформационные изменения. Ряд американских исследователей рассмотрели процесс образования водородных связей между нормальными и модифицированными азотистыми основаниями

сновых позиций [144]. Термодинамические исследования ионизации и тауто- меризации оснований позволили авторам сделать вывод о важности ионизи- рованных структур для стабилизации модифицированной ДНК в физиологи-

ческих условиях и о связи между способностью к ошибочному спариванию измененных мутагеном оснований и образованием ионизированных пар осно-

ваний.

На репарацию ДНК у эукариот большое влияние оказывает хроматин. Возможно, из-за этого число генов, контролирующих репарацию у высших орга- низмов, больше, чем у прокариот. По мнению Р. Ф. Кимбелла, реальные про-

цессы репарации у эукариот еще требуют своего выяснения [145]. Это связано

стем, что ДНК в клетке взаимодействует с различными белками, образуя

84

надмолекулярные структуры высших порядков – хроматин, хромосомы, и эф- фекты ионизирующей радиации в клетке отличаются от того, что можно ожи-

дать, исходя из опытов по облучению ДНК в растворах.

Таким образом, существуют различия в становлении точковых и струк- турных мутаций и, в частности, в зависимости выхода этих двух типов мута- ций от эффективности репарационных процессов в клетке. Ряд авторов при- ходят к выводу, что аберрации хромосом и точковые мутации являются след-

ствиями разных типов первичных повреждений и репарационных путей [51, 146]. Различие репарационных путей становления этих двух типов мутаций не вызывает сомнений, но отличаются ли первичные повреждения, приводя- щие к точковым и хромосомным мутациям? Многочисленные эксперимен-

тальные данные свидетельствуют об обратном.

2.2.3. Общность происхождения хромосомных и точковых мутаций

Ряд современных данных свидетельствует о возможной связи между пер- вичными повреждениями азотистых оснований и формированием хромосом-

ных перестроек. Рассмотрим некоторые из них.

1.Неионизирующие излучения и химические мутагены не способны вы-

зывать фосфодиэфирные и межуглеродные разрывы. Для них характерны лишь реакции, обусловливающие потери и модификации оснований. Тем не менее эти мутагены индуцируют такие же структурные перестройки хромо-

сом, как и ионизирующие излучения.

2.При введении в пиримидиновое ядро заместителей Br, Cl и при включении в ДНК БДУ возникают спонтанные и увеличивается выход индуцирован-

ных УФ и рентгеновским излучением аберраций хромосом [147–149].

При этом радиочувствительность хроматид зависит от степени замещения тимидина ДНК на БДУ. При замещении более чем на 60 % количество разры- вов в облученных хроматидах в три раза выше, чем при отсутствии замеще- ния [150]. Установлено, что в бромурацильной ДНК под действием УФ и рент- геновского излучения цепочка реакций начинается с диссоциации атома бро-

ма, затем происходят свободнорадикальные превращения сахарного остатка, что приводит в конечном итоге к одиночному разрыву сахарофосфатного остова и образованию структурных мутаций хромосом [151].

3.Химический распад оснований в ДНК, например дезаминирование, мо- жет содействовать разрыву водородных связей [31]. Кроме того, «стопка» ос- нований может рассыпаться и без разрыва полинуклеотидной цепи в тех ме-

стах, где межплоскостное взаимодействие оснований нарушается из-за потери или модификации одного из нуклеотидов. Эти факты указывают на то, что разрывы нити ДНК могут быть следствием нестабильности цепи, создавшей-

ся в результате потери или модификации нуклеотидов.

4.К аналогичному выводу приводят и данные о реплицирующейся неста- бильности хромосом, при которой разрывы хромосом возникают спустя де-

85

сятки клеточных поколений после облучения. Следовательно, имеет место ре- пликация предмутационных потенциальных изменений, ведущих к аберра- циям хромосом. Отсюда вытекает, что молекулярной сущностью таких потен- циальных изменений должны быть изменения нуклеотидной последователь-

ности в ДНК, так как данных о том, что в ДНК может реплицироваться чтолибо другое, нет.

5.Ионизирующая радиация может вызвать активацию транспозируемых элементов, находившихся ранее в неактивном состоянии [152]. Транспозоны, меняющие порядок расположения нуклеотидов, повышают темп образования как точковых, так и хромосомных мутаций [153]. Транслокация транспозонов сопровождается крупными делециями и инверсиями [97].

6.Определенные индуцированные повреждения ДНК – межнитевые сшивки типа димеров тимина – служат причиной образования аберраций хромосом

[154].

Таким образом, можно сделать вывод о том, что при действии облучения на ДНК первичные реакции начинаются с повреждения азотистых оснований. Часть из них (возможно, нерепарабельные или нерепарированные по разным причинам) фиксируются в виде точковых мутаций. Другие могут быть осно-

вой для появления структурных мутации хромосом.

Мутационные замены аминокислот бывают двух типов: 1) не нарушающие α- или β-спиральной конформации; 2) приводящие к их повреждению разной тяжести: разрушению N-или С-концов, переходу из α- в β-спиральную конформацию и наоборот или разлому исходной вторичной структуры с об-

разованием двух новых [155, 156].

Может быть, мутационные изменения первого типа, не нарушающие кон- формации хроматина, не подвергаются воздействию репарационных фермен-

тов и дают начало точковым мутациям, а повреждения второго типа приводят путем различных взаимодействий друг с другом и ферментами репарации

кобразованию хромосомных перестроек?

В 1980 г. была выдвинута гипотеза, согласно которой в основе инициации хромосомных перестроек лежат нарушения оснований ДНК [157]. Эта гипоте- за – итог многолетних исследований механизмов образования аберраций хро-

мосом, в ходе которых было установлено, что при действии репарационных ферментов на поврежденные основания ДНК образуются одиночные разрывы хромосом, которые, в свою очередь, ферментативно преобразуются в двойные разрывы, дающие начало структурным мутациям [158].

Примерно 2 % всех повреждений ДНК инициируют хромосомные аберра-

ции [159, 160]. Поскольку в ядре 1 % всей ДНК представлен «якорной» ДНК, предполагается, что молекулярные изменения именно в якорной ДНК явля-

ются причиной хромосомного мутагенеза, а повреждения в других участках не приводят к нарушению структурной целостности хромосомы.

Молекулярные аспекты проблемы «горячих точек» в мутагенезе рассма-

триваются в работе [161], в которой указывается, что мутации типа замены

86

пар оснований и типа сдвига рамки считывания часто обнаруживаются в участках ДНК с повторами и в асимметричных сайтах квазипалиндромов. По- вторы одного или нескольких нуклеотидов являются предпосылкой для сме- щенного встраивания комплементарных нитей ДНК с образованием свобод-

ных от водородных связей петель. Квазипалиндромы имеют крестообразную структуру, в которой сайты асимметрии также создают петли. Мутации, по мнению автора, возникают по местам петель в результате либо эксцизионной репарации, либо аберрантной репликации.

Таким образом, индуцированные облучением точковые мутации форми- руются в более короткий промежуток времени и в меньшей степени, чем хро-

мосомные перестройки, зависят от различных внутриклеточных процессов, в том числе и репарационных. К тому же в формировании перестроек хромо-

сом существенную роль играет и белок как составная часть хромосомы, что несомненно влияет на репарацию предмутационных изменений.

Сформированные мутации в зависимости от своего функционального зна-

чения приводят или к изменению генотипа, или к гибели клетки (см. рис. 2.1). Следовательно, если первичные повреждения азотистых оснований не подвергаются воздействию репарационных ферментов (из-за нерепарабельно- сти или недоступности повреждений для этих ферментов), то они фиксируют- ся в виде точковых мутаций. Если же системы восстановления узнают изме- ненное основание и взаимодействуют с ним, то повреждение либо восстанав-

ливается к норме, либо дает начало образованию хромосомной перестройки. Однако нельзя забывать, что все это справедливо только для эукариот,

имеющих ДНК, сложно упакованную в составе интерфазных хромосом [162], и только для ионизирующих излучений, способных повреждать азотистые ос-

нования ДНК, не повреждая ее надмолекулярную структуру.

2.2.4. Репарация радиационных повреждений

Геномы всех организмов постоянно претерпевают изменения, возникающие как в результате воздействия эндоили экзогенных физических, хими-

ческих и биологических факторов, так и в процессе нормального синтеза ДНК в клетке.

Первичная структура ДНК динамична и подвергается постоянным изме- нениям. Ежедневно в каждой клетке млекопитающих в результате ошибок ре-

пликации, индуцированного воздействия или спонтанно образуется около 105 повреждений ДНК, среди которых наиболее часто встречаются модификация азотистых оснований, выпадение оснований, одиночные и двойные разрывы цепей, межнитевые сшивки и сшивки ДНК-белок [163]. ДНК содержит генети-

ческую информацию каждой клетки, и ее целостность и стабильность гораздо важнее по сравнению с другими клеточными компонентами, такими как РНК и белки. Постоянно возникающие повреждения ДНК могут оказывать влияние на различные клеточные процессы, такие как транскрипция и репликация,

87

а также приводить к образованию мутаций, что в конечном итоге может спо- собствовать развитию опухолевых заболеваний или повышенной гибели кле-

ток [164].

Однако далеко не все повреждения генетического аппарата реализуются

ввиде мутаций. Многие из них исправляются благодаря многочисленным ме-

ханизмам репарации ДНК, каждый из которых корректирует определенный вид повреждений, способствуя сохранению исходного генома. Независимо от типа повреждения ДНК, клетка инициирует тщательно координируемый ка-

скад событий, именуемый клеточным ответом на повреждение ДНК и включающий в себя детекцию повреждения ДНК, передачу сигнала о его наличии и его репарацию [165].

Репарация генетических повреждений – эволюционно выработанное свой- ство живых организмов восстанавливать нарушения и повреждения, возник- шие в ДНК в результате ошибок репликации, а также при воздействии разно-

образных эндогенных и экзогенных мутагенных факторов.

Каждая молекула ДНК содержит две копии генетической информации, за- писанной в комплементарных друг другу полинуклеотидных цепях. Это обе-

спечивает сохранение неискаженной информации в одной из нитей, даже если другая повреждена, и позволяет по неповрежденной нити исправить дефект и восстановить информацию.

Системы репарации очень разнообразны, от простых одноэтапных до сложных многоэтапных процессов, контролируемых большим числом генов. Сле-

дует отметить, что вся информация о механизмах репарационных процессов закодирована в ДНК клетки.

В1963 г. Н. В. Лучник и Л. С. Царапкин в опытах по облучению пророст-

ков гороха показали наличие восстановления разрывов хромосом, зависящего от длительности времени, от момента облучения до синтеза ДНК [166]. При этом было показано, что в ряде случаев здесь имеется изменение в распреде-

лении повреждения по клеткам. По мнению Н. В. Лучника, причина этого

втом, что восстановление идет не по отдельным хромосомным повреждени- ям, а на уровне клетки в целом. Клетки или восстанавливают все свои по-

вреждения, или не восстанавливают ни одного. Доля такого «поклеточного» восстановления зависит от дозы облучения.

Первые факты о влиянии мощности дозы облучения на количество ген- ных мутаций при облучении сперматогоний мышей были получены В. Рас-

селлом и др. в 1958 г. [167]. Изучалась частота появления видимых мутаций

всеми локусах при облучении в дозах 3 и 6 Гр в условиях разных режимов

(табл. 2.3).

Данные табл. 2.3 показывают, что, когда дозы 3 и 6 Гр давались при мощ-

ности 0,00009 Гр/мин, количество возникающих мутаций было в четыре раза меньше, чем при тех же дозах, даваемых при мощности 0,9 Гр/мин. В первом случае доза 6 Гр давалась за 7 мин, во втором – за 9504 мин. Факт уменьшения

числа мутаций при подаче энергии с меньшей мощностью позволил сделать вывод, что при действии малых доз вызванные радиацией потенциальные

88

Таблица 2.3. Мощность дозы облучения и количество мутаций в семи локусах при облучении сперматогониев и ооцитов взрослых мышей [167]

изменения в хромосомах восстанавливаются в исходное состояние значитель-

но легче в сравнении с условиями, когда поражения возникают при действии высоких доз. Эти условия могут быть связаны с тем, что высокие дозы пора- жают систему восстановления, в силу чего большая часть потенциальных из- менений переходит в мутации. При малых дозах работа неповрежденной си- стемы восстановления ведет к репарации значительного числа потенциаль- ных изменений. Другое возможное объяснение наблюдаемого эффекта заклю- чается в том, что при удлинении времени обработки восстановительная систе- ма репарирует гораздо больше потенциальных поражений, не успевших пере-

йти в мутационные.

В исследованиях по изучению естественной мутабильности у самок мы- шей было показано что она ниже, чем у самцов. Так, среди 544 897 самцов об-

наружено 32 мутации, т. е. 0,84 · 10–5 на локус. Среди 98 828 самок найдена одна мутация, т. е. 0,14 · 10–5 на локус. Как показал в 1965 г. В. Расселл, система репарации в ооцитах самок более эффективна [168].

89