6 курс / Эндокринология / Механизмы_нейроэндокринной_регуляции_Угрюмов_М_В_1999

у крыс аксоны ВП- и ВИПсинтезирующих нейронов покидают это ядро, прорастая в смежные отделы гипоталамуса, в раннем постнатальном периоде (см. рис. 90) [De Vries et al., 1981; Maegawa, 1987; Moore, 1991a].

Афферентные связи. При изучении формирования афферентных входов в супрахиазматическое ядро в онтогенезе только в случае ретиногипоталамического тракта удалось использовать маркеры аксоплазматического транспорта, которые вводили непосредственно в глазное яблоко. Так, было показано, что первые одиночные волокна этого тракта достигают супрахиазматического ядра у зрелорождающихся животных (овцы) в начале второй трети пренатального периода [Torrealba et ai., 1993], а у незрелорождающихся (крыса, хомячок) - в первые дни после рождения [Speh, Moore, 1993]. В это время они оканчиваются в вентральной части ядра. В процессе развития увеличивается как количество волокон ретиногипоталамического тракта, иннервирующих супрахиазматическое ядро, так и область их распространения по ядру. У зрелорождающихся животных (овцы) характер иннервации супрахиазматического ядра волокнами ретиногипоталамического тракта в последней трети пренатального периода становится таким же, как и у взрослых (см. рис. 90) [Torrealba et al., 1993], а у зрелорождающихся (крысы, хомячки) - в раннем постнатальном периоде [Moore, 1991а; Speh, Moore, 1993].

Анализ иннервации супрахиазматического ядра волокнами ретиногипоталамического тракта привел к важному выводу о том, что этот процесс контролируется сигналами, исходящими из самого ядра [Mosko, Moore, 1979], и, наоборот, ретиногипоталамический тракт оказывает влияние на развитие супрахиазматического ядра [Silver, 1977; Sugita et al., 1996]. Действительно, частичное разрушение ядра приводило к нарушению формирования ретиногипоталамического тракта, степень которого зависела от объема и локализации очага повреждения. При полном разрушении супрахиазматического ядра ретиногипоталамический тракт вообще не образуется [Mosko, Moore, 1979]. Сигналы, исходящие из супрахиазматического ядра, вероятно, представлены физиологически активными веществами, секретируемыми нейронами. Об этом косвенно свидетельствует тот факт, что период активного врастания волокон ретиногипоталамического тракта в супрахиазматическое ядро совпадает с началом электрической активности нейронов этого ядра [Shibata, Moore, 1987]. Доказательства влияния ретиногипоталамического тракта на развитие супрахиазматического ядра были получены при изучении развития этого ядра у мутантных мышей, лишенных глаз [Silver, 1977], а также у крыс с недоразвитием глаз (микрофтальмия) и отсутствием зрительного нерва [Sugita et al., 1996]. Нарушения развития супрахиазматического ядра у этих животных носят количественный характер и проявляются, например, в уменьшении объема ядра и снижении численности популяции ВИП-нейронов [Sugita et al., 1996].

Что касается иннервации супрахиазматического ядра волокнами геникулогипоталамического тракта в онтогенезе, то по этому поводу отсутствуют данные, полученные прямыми методами. Тем не менее, характерные для геникулогипоталамического тракта нейропептид-¥-содержащие волокна появляются в супрахиазматическом ядре у крыс вскоре после рождения (4-й день), причем в течение последующей недели плотность иннер-

209

шо коррелирует с возрастанием содержания синапсина - маркерного белка синаптических пузырьков. Тем не менее, создается впечатление, что синаптогенез в супрахиазматическом ядре замедлен по сравнению с другими отделами гипоталамуса [Moore, Bernstein, 1989].

Синаптогенез в супрахиазматическом ядре характеризуется не только количественными, но и качественными преобразованиями. Так, в перинатальном периоде у крыс последовательно появляются синапсы четырех типов: простые аксодендритические, аксодендритические с участием шипиков на дендритах, дендродендритические и аксосоматические [Moore, Bernstein, 1989].

Первые два типа синапсов являются наиболее многочисленными. Синапсы третьего типа несколько уступают по численности первым двум, а последние чрезвычайно редки. В развивающемся супрахиазматическом ядре наряду с синапсами, но гораздо реже них встречаются и другие виды межнейрональных специализированных контактов - так называемые плотные контакты [Moore, Bernstein, 1989].

Функциональная активность супрахиазматического ядра

До середины 1970-х годов считалось, что у незрелорождающихся животных формирование циркадных ритмов происходит только после рождения, поскольку соответствующие ритмы поведенческих реакций, метаболизма и нейроэндокринной регуляции в большинстве случаев появляются в раннем постнатальном периоде (у крыс в возрасте двух-трех недель) [Reppert, 1987; Reppert, Weaver, 1991]. Несмотря на то что у зрелорождающихся млекопитающих, в частности у человека, циркадная ритмичность ряда функций: сокращений сердца, дыхательных движений, секреции пролактина, проявляется уже в пренатальном периоде [Honnebier et al., 1989], ряд авторов считает, что она пассивно передается от матери к плоду, т.е. без участия супрахиазматического ядра плодов [Reppert, Weaver, 1991]. Это мнение основывается на отсутствии циркадных ритмов тех же самых функций у новорожденных. Более того, у человека циркадные ритмы большинства функций появляются в возрасте от нескольких недель до нескольких месяцев [Minors, Waterhouse, 1981; Reppert, Rivkees, 1989].

Для понимания роли супрахиазматического ядра в онтогенезе принципиальное значение имела работа Deguchi [1975], позволившая предположить, что это ядро начинает функционировать в режиме биологических часов сразу же после рождения или даже до рождения. Более того, в этой же работе выдвинуто предположение о согласованности по фазе циркадных ритмов развивающегося организма и матери. В основу гипотезы легли результаты исследований, проведенных на новорожденных крысятах, которые с момента рождения содержались в условиях или постоянной освещенности, или постоянной темноты. Оказалось, что у этих животных экспрессия фермента синтеза мелатонина - N-ацетилтрансферазы - происходит в соответствии с циркадными ритмами, синхронизированными по фазе с аналогичными ритмами беременной самки. С начала 1980-х годов приведенная гипотеза получила многочисленные экспериментальные подтверждения.

212

Рекомендовано к изучению сайтом МедУнивер - https://meduniver.com/

Циркадные ритмы плодов. Существуют три серии экспериментальных доказательств наличия циркадных ритмов в пренатальном периоде. Во-первых, было показано in vivo [Reppert, Schwartz, 1984] и in vitro, что в супрахиазматическом ядре у плодов обезьян и крыс существуют суточные (день-ночь) колебания уровня метаболизма глюкозы, причем у крыс они регистрируются уже на 19-й день развития [Shibata, Moore, 1988]. Суточные колебания обнаружены также и в синтезе белка c-fos у плодов овец начиная со второй трети внутриутробного развития [Вгееп et al., 1996]. Вторым доказательством является наличие циркадных ритмов в уровне синтеза мРНК ВП в нейронах супрахиазматического ядра, что проявляется у крыс за день до рождения (рис. 92) [Reppert, Uhl, 1987]. И, наконец, к третьей серии доказательств относится наличие эндогенного ритма электрической активности нейронов у плодов крыс в последний день внутриутробного развития; в течение светового дня амплитуда импульсов была выше, чем ночью [Shibata, Moore, 1987; Moore, 1991а, Ь].

Таким образом, циркадные ритмы начинают генерироваться в супрахиазматическом ядре плодов до формирования внутренних и внешних нервных связей.

Влияние материнского организма на циркадные ритмы плодов и новорожденных. Вслед за обнаружением эндогенных циркадных ритмов в супрахиазматическом ядре плодов удалось установить и их корреляцию с циркадными ритмами матери, а следовательно, и с внешним световым циклом [Reppert, Schwartz, 1984; Reppert, Uhl, 1987]. Такая корреляция свидетельствует о наличии механизма синхронизации циркад-

213

чала была использована модель пересадки гипоталамуса не в мозг, а в периферические иммунопривилегированные органы взрослого реципиента - под капсулу почки [Schechter et al., 1978] или в переднюю камеру глаза [Roberts et al., 1987]. Лишь в начале 1980-х годов с этой целью начали производить трансплантацию эмбрионального гипоталамуса в мозг взрослого животного. Это позволило проводить дополнительные исследования формирования морфофункциональных реципрокных взаимоотношений между гипоталамусом донора и мозгом реципиента. Учитывая то, что гипоталамус является уникальным банком биологически активных веществ, трансплантация его в мозг взрослого животного представляет собой интерес в случае дефицита определенных нейрогормонов, нейротрансмиттеров или нейромодуляторов.

Общие принципы нейротрансплантологии

Более чем двадцатилетний опыт использования нейротрансплантации в экспериментальных исследованиях позволил определить оптимальные условия приживления нервной ткани донора в мозге реципиента и достижения желаемого функционального эффекта [Ferry, 1989; BjorkJund, 1991; Dunnett, 1991]. Оказалось, что одним из основных лимитирующих факторов использования нервной ткани для трансплантации является возраст донора [Ferry, 1989; Dunnett, 1991]. Оптимальный возраст донора соответствует моменту окончания пролиферации нейроэпителиальных клеток-пред- шественников нейронов и, таким образом, образования нейронов, что у всех млекопитающих, за исключением сумчатых, происходит в пренатальном периоде. В это время нейроны, хотя и обладают высокодетерминированной генетической программой и максимальной потенцией к росту отростков, еще не устанавливают межнейрональных специфических связей. Другими словами, в это время существует гарантия минимальной травматизации пересаживаемых нейронов и, следовательно, минимальной их гибели в результате механических повреждений [Ferry, 1989; Dunnett, 1991]. Важно подчеркнуть, что при оценке оптимального периода трансплантации нервной ткани следует учитывать то, что период образования нейронов различается не только в различных отделах мозга, но даже в пределах одной и той же области мозга для разных популяций нейронов [Altman, Bayer, 1986].

Вторым важным условием, от которого зависит исход трансплантации, является способ подготовки нервной ткани донора. Пересадка нервной ткани может осуществляться в виде небольших кусочков, клеточной суспензии и культуры клеток. В первом случае достигается высокий уровень выживаемости нейронов, однако затруднена их интеграция с мозгом хозяина из-за образования глиальных барьеров между ними. Во втором случае выживаемость нейронов несколько меньше, но зато наблюдается их максимальная интеграция с мозгом хозяина, так как глиальные рубцы на границе трансплантат-мозг хозяина практически отсутствуют. И, наконец, наименее эффективным является третий способ подготовки нервной ткани, так как в процессе трансплантации нарушаются сформировавшиеся в культуре межнейрональные связи. В свою очередь, это приводит к механи-

217

ческому повреждению значительной части нейронов и их гибели [Dunnett, 1991].

Долгое время считалось, что исход нейротрансплантации должен быть гораздо более благоприятным, чем исход трансплантации внутренних органов благодаря так называемой иммунопривилегированности мозга. Иммунопривилегированность мозга предполагает резкое ограничение возможного повреждающего влияния иммунной системы на пересаженную в мозг чужеродную ткань благодаря наличию гематоэнцефалического барьера. Более того, мозг лишен лимфатической системы - одного из источников иммунокомпетентных клеток. Тем не менее, проведенные исследования показали возможность отторжения нервной ткани донора в мозге реципиента, что обусловлено: а) механическим повреждением гематоэнцефалического барьера мозга хозяина в момент трансплантации; б) экспрессией антигенов гистосовместимости клетками трансплантируемой эмбриональной нервной ткани; в) наличием собственной иммунной системы мозга [Mason et al., 1986]. Это означает, что пересадка нервной ткани, особенно при ксенотрансплантации, должна сопровождаться иммуносупрессией: кортикостероидами и циклоспорином А. Учитывая высокую токсичность циклоспорина А, что нередко приводит к гибели животных [Honey et al., 1991], можно применять и другие подходы, предотвращающие отторжение нервной ткани донора: устранение популяции Т-лимфоцитов в организме хозяина [Nicholas et al., 1990], снижение иммуногенности трансплантируемых клеток путем соответствующего клеточного сортинга [Barlett et al., 1990], а также снижение антигенности гликопротеинов клеточной мембраны хэлперов Т-лимфоцитов путем их обработки антителами против соответствующих гликопротеинов [Honey et al., 1991].

Выживаемость нервной ткани донора также зависит от конкретного места пересадки в мозг хозяина. При трансплантации в паренхиму мозга важным фактором является степень ее васкуляризации, что характеризуется скоростью прорастания сосудов мозга хозяина в трансплантат и их интеграции с сосудами трансплантата. Благодаря этим процессам, которые начинаются уже через сутки после операции, обеспечивается трофика пересаженной нервной ткани.

Приживляемости нервной ткани донора и дифференцировке ее нейронов может способствовать введение трансплантата в заранее подготовленную в мозге хозяина полость. Подготовка полости сопровождается локальным повреждением нервной ткани хозяина и связанным с этим усиленным высвобождением ростовых или нейротрофических факторов, которые впоследствии и оказывают благотворное трофическое влияние на трансплантат [Dunnett, 1991].

Оптимальным местом для трансплантации являются желудочки мозга. Помимо пери- и внутрижелудочковых сосудистых сплетений в желудочках мозга циркулирует ликвор, оказывающий трофическое влияние на пересаженную нервную ткань [Ferry, 1989; Dunnett, 1991]. К дополнительным преимуществам пересадки нервной ткани в желудочки мозга перед паренхиматозным относятся: а) отсутствие повреждения окружающей нервной ткани хозяина в процессе введения трансплантата [Das, 1986]; б) наличие в ликворе широкого спектра ростовых/нейротрофических факторов, повьипаю-

218

Рекомендовано к изучению сайтом МедУнивер - https://meduniver.com/