6 курс / Эндокринология / Эндокринология_и_метаболизм_Фелиг_Ф_,_Бакстер_Дж_Д_,_Бродус_А_Е

тельное лечение ципротероном для достижения антиандрогенного эффекта может приводить к подавлению функции надпочечников за счет торможения секреции АКТГ, вероятно, через центральные механизмы высвобождения кортикотропина. Спиронолактон также взаимодействует с эстрогеновыми и андрогеновыми рецепторами, равно как и с рецепторами альдостерона, и может оказывать эстрогенные и антиандрогенные влияния, в том числе-появление гинекомастии и потерю либидо. К нестероидным антагонистам андрогенов относится флутамид, который не обладает гормональной активностью, а по своим антиандрогенным свойствам сходен с ципротерон-ацетатом. Подобно прогестинам, флутамид в тканях-мишенях угнетает поглощение и задержку в ядрах андрогенов, конкурируя за связывание с их цитозольными рецепторами.

Антагонисты глюкокортикоидов

Б настоящее время не существует клинически применимого антагониста глюкокортикоидных эффектов, поскольку увеличение секреции АКТГ быстро преодолевает действие блокады этих эффектов за счет повышения секреции кортизола надпочечниками. Однако некоторые стероиды проявляют частичную или тканезависимую способность к конкурентному торможению действия кортизола и родственных глюкокортикои-

дов. Большинство глюкокортикоидов обладает аксиальной 11 -гидроксильной группой, которая может играть важную роль в связывании и активации рецептора [92а]. Такие стероиды, как кортизон и кортексолон (11-дезоксикортизол или соединение S) и производные прогестерона, связываются с глюкокортикоидными рецепторами, но практически не обладают собственной глюкокортикоидной биологической активностью. Эти соединения могут действовать как частичные агонисты или антагонисты, особенно in vitro, когда они не метаболизируются дальше в глюкокортикоиды. In vivo последний процесс может препятствовать проявлению полного антиглюкокортикоидного действия таких стероидов, за исключением неметаболизируемых соединений, таких, как ципротерон-ацетат и позднее полученные антагонисты [93].

Антагонисты минералокортикоидов

Такие соединения, как спиронолактон, действуют в качестве антагонистов альдостерона, конкурентно ингибируя связывание последнего с минералокортикоидными рецепторами и образуя антагонист-рецепторный комплекс, не подвергающийся транслокации и связыванию в ядре. Эти антагонист-рецепторные комплексы по седиментационным свойствам отличаются от альдостерон-рецепторного комплекса, что может отражать неактивное состояние рецептора или изменение конформации, вызываемое связыванием антагониста [94]. Помимо описанных эффектов, спиронолактон в высоких дозах угнетает биосинтез альдостерона, оказывая тем самым дополнительное антиминералокортикоидное действие.

К другим соединениям, взаимодействующим с минералокортикоидными рецепторами, относятся нестероидные агенты, такие, как противовоспалительные средства (например, фенилбутазон) и глицирретиновая кислота. Эти агенты конкурируют за связывание с почечными рецепторами и вызывают задержку натрия и другие стероидные эффекты. Таким образом, взаимодействие таких соединений-агонистов с альдостероновыми рецепторами может приводить к развитию реакции клеток-мишеней предположительно за счет того же ядерного механизма, который опосредует эффекты эндогенных минералокортикоидов на транспорт электролитов.

Связывание стероидных рецепторов в ядрах

Для проявления биологических эффектов стероидных гормонов необходимо взаимодействие активированных цитоплазматических гормонрецепторных комплексов с ядрами клеток-мишеней. Активированный стероидрецепторный комплекс приобретает способность связываться с хроматином, равно как и с ДНК и другими полианионами, и накапливаться в ядре. Данные о присутствии в ядре, так же как в цитоплазме нестимулированных клеток свободных эстрогеновых рецепторов, свидетельствуют о том, что они могут распределяться по всей клетке-мишени, несмотря на зависимость их накопления в ядре от превращения в активированную хроматинсвязывающую форму со сдвигом равновесия между распределением в ядре и вне его [81].

В ядре активированные комплексы связываются с акцепторными участками хроматина и инициируют синтез специфических мРНК и белков [95]. Точная природа ядерных акцепторных участков не известна, но о значении ДНК в реакции свидетельствует способность ДНКазы препятствовать связыванию стероидрецепторных комплексов с ядрами и высвобождать из ядра ранее связанные комплексы. Хроматин из ядер клеток-мишеней андрогенов и прогестерона связывает больше гормонрецепторных комплексов, чем хроматин из тканей, не реагирующих на эти стероиды. Подобно этому, рецепторы, выделенные из клеток некоторых резистентных к глюкокортикоидам лимфом, обладают сниженным сродством к ядрам и ДНК. Связывание комплексов с ДНК определяется, по-видимому, ионными взаимодействиями между положительно заряженным участком молекулы рецептора и отрицательно заряженными фосфатными группами ДНК, а также неионными силами. Считают, что ДНК-связывающий участок рецепторной молекулы содержит лизиновый, аргининовый и гистидиновый остатки и изменяется под влиянием агентов, действующих на сульфгидрильные группы.

По крайней мере один из видов рецепторных молекул (для прогестерона) состоит из двух субъединиц: одной (А), обладающей неспецифическим связывающим сродством к ДНК, и второй (В), имеющей специфическое сродство к хроматину клеток яйцеводов. Избирательное. связывание прогестерон-рецепторных комплексов определяется взаимодействием В-субъединицы с особой фракцией негистоновых белков хроматина, которая может обусловливать тканевую специфичность действия прогестерона. Такой двойной процесс связывания мог бы повышать матричную активность хроматина, обеспечивая доступность мест инициации синтеза авидиновой и других мРНК, кодирующих белки яйцевода [84].

Несмотря на эти данные о значении связывания с ДНК и хроматином для ядерных эффектов стероидных гормонов, все же остаются сомнения относительно природы акцепторных участков и роли большинства процессов связывания, наблюдаемых в ядре. Эстрадиолрецепторный комплекс можно экстрагировать из ядер матки в комбинации с рибонуклеопротеидом, а активированные стероидрецепторные комплексы прочно связаны с ядерными гистонами и основными негистоновыми белками ядра. Таким образом, как ядерные белки, так и ДНК, по-видимому, принимают участие в процессе связывания хроматином, который протекает, очевидно, как в нуклеосомах, так и в промежуточных участках хроматина, доступных для нуклеазного переваривания [96]. Кроме того, специфическое связывание эстрогенов и андрогенов обнаружено в бесхроматиновом ядерном матриксе тканей-мишеней половых гормонов: в областях репликации ДНК, а также процессинга и транспорта ядерных РНК (яРНК) [97].

Высокую связывающую емкость ядра по отношению к гормон-рецепторным комплексам трудно согласовать с представлением о том, что активированные комплексы связываются с ограниченным числом ядерных акцепторных мест, регулируя лишь несколько специфических генов. Действительно, насыщение ядерных мест гормонрецепторными комплексами наблюдается не всегда, и при стимуляции физиологическими концентрациями гормона транслокации может подвергаться до 10 000 комплексов. Эти данные свидетельствуют о связывании транспонированных гормонрецепторных комплексов со многими ядерными участками, обладающими низким сродством, что маскирует взаимодействие с небольшим числом акцепторных мест, определяющее регуляцию генов [81]. Тем не менее линейные корреляции между биологическими реакциями (такими, как синтез мРНК) и насыщенностью рецепторов удается наблюдать вплоть до нескольких тысяч рецепторов в одном ядре [69].

Влияние гормонрецепторных комплексов на хроматин

После этапа активации, обусловливаемого взаимодействием стероидных гормонов с их специфическими внутриклеточными рецепторными белками, гормонрецепторные комплексы приобретают способность быстро связываться с хроматином и влиять на транскрипцию специфических молекул мРНК. Отдельные белки, синтез которых, как было установлено, индуцируется действием стероидных гормонов на образование яРНК, перечислены в табл. 4—6.

По всей вероятности, будет показано, что многие другие белки, о которых известно, что на их содержание влияют стероидные гормоны, также регулируются через первичное действие гормонрецепторных комплексов на транскрипцию генов и скорость образования мРНК.

Таблица 4—6. Специфические белки, регулируемые стероидными гормонами через кон-

троль синтеза мРНК

Кортикотропин Вирус опухоли молочной железы

Известны многие другие зависимые от стероидных гормонов белки (например, субстрат ренина, тироксинсвязывающий глобулин, кортикостероидсвязывающий глобулин), но уровень регуляции их продукции пока не установлен прямыми определениями образования мРНК при действии гормонов [1].

Точный механизм регуляции экспрессии специфических генов все еще изучается, но недавно были начаты исследования структуры и функции генов с целью определения главных стадий этого процесса. Большинство соответствующих сведений было получено при изучении влияния эстрогенов на синтез РНК и белка в двух тканяхмишенях: незрелой матке крыс [80] и яйцеводах цыплят [95]. При первичной стимуляции этих тканей эстрогенами в течение фазы клеточного роста и дифференцировки происходит синтез ДНК, всех видов РНК и многих белков [98]. В матке ранней реакцией на эстроген является синтез мРНК, кодирующей характерный «индуцированный белок» [99]. В яйцеводе цыпленка начальная реакция пролиферации клеток трубчатых желез сопровождается синтезом нескольких протеинов яичного белка, главным компонентом которых является овальбумин. После регресса первичной реакции на эстроген повторное воздействие эстрогеном или прогестероном вызывает в яйцеводе быстрое увеличение продукции мРНК, контролирующих синтез специфических «экспортируемых» белков, в том числе овальбумина и кональбумина. Скорость синтеза овальбуминовой мРНК, регистрируемая либо путем трансляции in vitro, либо с помощью гибридизации с комплементарной ДНК (кДНК), после введения эстрогена быстро увеличивается и тесно коррелирует со скоростью синтеза овальбумина. После отмены эстрогена число молекул овальбуминовой мРНК быстро уменьшается, что согласуется с представлением о необходимости присутствия эстрогенов для продолжения транскрипции мРНК на матрице овальбуминового гена [1, 95].

Эти, а также аналогичные данные об эффектах андрогенов и глюкокортикоидов in vivo и in vitro, подтверждают предположение о том, что стероидные гормоны действуют путем повышения синтеза специфических мРНК, исчезающих после удаления индуцирующего гормона. В некоторых случаях повышенный синтез мРНК снижается при добавлении второго гормона, ингибирующего действие первого, что наблюдается при добавлении антагонистов эстрогенов или андрогенов. Хотя эффекты стероидных гормонов заключаются обычно в увеличении скорости синтеза мРНК, но бывают случаи, когда гормональное воздействие приводит к «выключению» специфических мРНК, как это происходит, например, при ингибиторном действии глюкокортикоидов на синтез и секрецию АКТГ клетками передней доли гипофиза. Здесь уровень специфического 31

К-предшественника кортикотропина и -липопротеина увеличивается после адреналэктомии и снижается при действии глюкокортикоидов, что свидетельствует о регуляции ими скорости образования молекул мРНК предшественника [100]. Аналогичный эффект глюкокортикоидов наблюдается в культуре клеток опухоли гипофиза, хотя острое по-

давление секреции АКТГ под действием глюкокортикоидов представляется слишком быстрым, чтобы быть обусловленным только снижением синтеза мРНК [101]. За исключением этой формы ингибиторного контроля, которая, вероятно, имеет общее значение для эффектов стероидных и тиреоидных гормонов по механизму обратной связи на секрецию соответствующих тропных гормонов, большинство воздействий стероидных гормонов на синтез белка первично реализуется, по-видимому, через дерепрессию специфических генов. Полный эффект гормон-рецепторных комплексов в ядрах клетокмишеней включает, вероятно, несколько аспектов синтеза и процессинга РНК с главным влиянием на повышение синтеза РНК [81].

Гормонрецепторные комплексы оказывают прямое воздействие на активность РНК-полимеразы в изолированных ядрах, а также на матричную функцию хроматина клеток-мишеней. Эстрогены и андрогены стимулируют активность ядрышковой [I] и нуклеоплазменной [II] РНК-полимераз в соответствующих клетках-мишенях (матке и предстательной железе), а прогестеронрецепторные комплексы повышают матричную активность хроматина из яйцеводов цыплят, но не из тканей, не являющихся мишенями для прогестерона. Эти данные позволяют считать, что системы синтеза и процессинга РНК в гормонзависимых тканях и опухолях в отсутствие гормона ограничиваются или подавляются, отчасти за счет ограничения матричной функции хроматина, и что гормонрецепторные комплексы снимают это ингибирование. Поскольку пры стимуляции ткани, например эстрогенами, в клетках-мишенях синтезируется огромное количество белков, следует полагать, что в трофических эффектах гормонов должны принимать участие многие гормонрецепторные комплексы, даже если экспрессия генов главных секретируемых белков зависит от активации очень небольшого числа участков генома.

Накопление мРНК при действии стероидных гормонов могло бы определяться как прямыми быстрыми влияниями на транскрипцию" так и вторичными эффектами белков, образующихся вследствие начальной стимуляции синтеза мРНК. Так, влияние экдизона на хроматин слюнных желез насекомых заключается в индукции кратковременных вздутий (пуффов) на хромосомах, которые представляют собой активные гены, причем синтез белка необходим для образования поздних, но не ранних пуффов [102а]. Экдизон локализуется в специальных участках политопных хромосом, реагирующих образованием пуффов. Удаление стероида приводит к регрессии ранних, но не поздних пуффов. Это свидетельствует о том, что ранние эффекты стероида включают синтез белка,, индуцирующего поздние пуффы. Гормональные влияния на накопление мРНК могли бы опосредоваться и изменениями в скорости-их деградации, как это видно, например, по гораздо более длительному периоду полужизни овальбуминовой мРНК в яйцеводах получавших эстроген цыплят, чем у цыплят, лишенных эстрогенов. Таким образом, эффекты стероидрецепторных комплексов могли бы включать индукцию белка, увеличивающего стабильность мРНК, равно как и первичное действие, сводящееся к повышению синтеза мРНК. Быстрый прогресс представлений о структуре в организации гена обнаружил неожиданную сложность основных транскрипционных единиц в эукариотических клетках, а также процессинга мРНК, образующейся под влиянием стероидных гормонов и других регуляторов генов.

Структура гена и процессинг продуктов транскрипции (мРНК)

Известно, что между транскрипцией РНК на матрице ДНК и появлением транслируемой мРНК в цитоплазме существует несколько стадий. До недавнего времени полагали, что транскрипция приводит к образованию высокомолекулярной РНК, процессинг которой сводится к простому нарезанию специфических молекул мРНК, которые затем и проходят в цитоплазму, где транслируются с образованием соответствующих белков. Однако в настоящее время выяснилось, что стадии процессинга, участвующие в образовании мРНК, более сложны и включают такие модификации, как полиаденилирование 3 -конца и присоединение метилированного гуанозина и к 5 -концу молекулы мРНК. Последовательности-ДНК, определяющие первичную структуру мРНК, также оказались не смежными, как полагали раньше, а, как правило, разъединенными «вставками» (или интронами), которые отсутствуют в комплементарной структуре соответствующих мРНК. Таким образом, мРНК не прямо копируется с генной последовательности, а-транскрибируется вначале в виде гораздо более крупного продукта, из которого в ходе процессинга вырезаются промежуточные последовательности с образованием зрелой мРНК, непосредственно транслирующейся на рибосомном уровне [104].

Присутствие промежуточных последовательностей ДНК в эукариотических генах

впервые было обнаружено в генах -глобулина, легких цепей иммуноглобулинов и альбумина. Позднее такие вставки были найдены также в генах овальбумина, кональбумина и овомукоида, равно как и в других генах специфических белков [1, 104]. Современная точка зрения на организацию овальбуминового гена, отраженная на рис. 4—28, заключается в том, что структурный ген разъединяется по меньшей мере 7 промежуточными последовательностями. Стимуляция эстрогеном вызывает координированное повышение транскрипции структурных и промежуточных последовательностей овальбуминового гена с накоплением как высокомолекулярной РНК, содержащей ов альбуминовую последовательность, так и цитоплазматической овальбуминовой мРНК [105]. Молекулы крупного предшественника мРНК, содержащего промежуточные последовательности, подвергаются воздействию ферментов с вырезанием вставок и последующим сшиванием, что приводит к образованию зрелой мРНК (см. рис. 4—28). Функция промежуточных последовательностей (или интронов) в эукариотических структурных генах не выяснена. Одно из предположений заключается в том, что они ограничивают участки гена, кодирующие домены белка, ответственные за отдельные части его общей функции, и что структурные участки ДНК (или экзоны) сближались в процессе эволюции при участии интронов [106]. Применимы ли эти объяснения к овальбумину, не ясно, поскольку специфические функции этого белка яйцеводов не известны. Однако данные о том, что ген кональбумина (овотрансферрина) содержит 17 экзонов, позволяют проверить эту концепцию путем анализа функциональных доменов, принимающих участие в секреции (сигнальная последовательность) белка и связывании железа [107].

Рис. 4—28. Структурная организация и транскрипция гена овальбумина. Эстроген стимулирует экспрессию всего гена, а промежуточные последовательности затем вырезаются со сшиванием отрезков и образованием зрелой мРНК овальбумина цыплят (Chan и соавт. [1] в модификации). ов — овальбумин; светлый участок —

структурный ген темный участок — вставочные последовательности ДНК: линия — боковые последовательности ДНК.

Анализ генома клеток яйцеводов вблизи овальбуминового гена позволил недавно обнаружить два соседних гена с последовательностями, гомологичными овальбуминовому гену [108]. Эти два дополнительных гена имели и интроны, сходные с тако-

бы возникнуть в процессе эволюции-путем параллельной сборки из смеси родственных и неродственных участков или путем удвоения исходного гена, в котором сочетание нитронов и экзонов было зафиксировано с самого начала [109]. Отражает ли разная экспрессия трех генов при действии эстрогенов различия в эффективности транскрипции или различия в последующем процессинге и стабилизации мРНК, пока не установлено. Организация овальбуминовой области генома аналогична таковой генов глобина, и кластеризация структурно и функционально близких генов может быть общей чертой генома эукариотических клеток [108].

во многом превратилась из своего рода искусства в раздел прикладной биохимии, физиологии и фармакологии. Этот прогресс оказался возможным благодаря выделению и последующей биологической и биохимической характеристике различных высокоочищенных полипептидных гормонов, стероидов, витаминов, производных небольших полипептидов и аминокислот, которые относят к гормонам, а также получению меченных радиоактивными атомами гормонов с высокой удельной активностью. Многие эндокринные заболевания распознаются или по крайней мере предполагаются на основании присутствия слишком большого или слишком малого количества нормально секретируемого гормона. Возможность определения низкого уровня гормонов в биологических жидкостях оказала существенную помощь в упрощении диагностических исследований.

Для количественного определения гормонов в тканях и жидких средах организма вначале применялись относительно грубые и громоздкие биологические методы. С разработкой более чувствительных радиоиммунологических и радиорецепторных методик появилась возможность использовать более быстрые и экономичные способы определения гормонов, которые по существу стали краеугольным камнем клинической эндокринологии. Несмотря на свои недостатки, классические биологические методы сохранили значение для полной характеристики гормона, особенно в условиях возможного расхождения его биологических и иммунологических свойств. К счастью, уровень гормонов, определяемый радиоиммунологическим и биологическим методами коррелируют друг с другом. В связи с этим концентрация гормонов, определяемая с помощью радиоиммунологического метода, обычно свидетельствует об уровне биологически активных гормонов в крови. Эта связь достаточно случайна, поскольку биологическая и иммунологическая активность, как правило, отражает разные свойства, и присуща она разным участкам молекулы гормона.

Получение высокоочищенных гормональных препаратов не просто дало возможность разработать чувствительные методы измерения концентрации гормонов, но и снабдило исследователей неоценимым средством углубленного проникновения в механизмы их клеточного действия. С помощью этих средств выяснилось, что клинические расстройства могут обусловливаться нарушением не только секреции, но и действия гормонов в силу качественных или количественных изменений рецепторов отдельных гормонов, равно как и внутриклеточных биохимических механизмов опосредования гормонального эффекта. В настоящей главе описаны общие принципы надежности методов биологического, радиоиммунологического и радиорецепторного определения гормонов и общие требования, предъявляемые к этим методам. В большинстве случаев исследования весьма сложны, требуют тонкой аппаратуры и опыта экспериментатора. Кроме того, проведение таких исследований требует времени, причем разного при определении разных гормонов, так что получение «моментальных» результатов редко возможно. Ничто не может привести заведующего лабораторией в большее уныние, чем требование определить уровень паратгормона в сыворотке за 10 мин после отправки пробы в лабораторию. Время, необходимое для проведения анализа, варьирует от нескольких часов до нескольких дней в зависимости от метода определения и определяемого гормона.

БИОЛОГИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ

Результаты анализа гормонов, выполняемого в различных лабораториях, должны выражаться в общепринятых стандартных единицах. Результаты биологических исследований приводятся обычно в системе единиц международного стандарта, получаемого из ВОЗ. Эти результаты могут быть выражены и в единицах препарата сравнения, получаемого лабораториями из центров, обслуживающих более ограниченные географические области. В таком случае результаты анализа следует сопровождать указанием на способ пересчета единиц препаратов сравнения в единицы международных стандартов. Хотя полипептидные гормоны и являются высокоочищенными, но в соответствующих препаратах присутствуют небольшие, но влияющие на результаты анализа примеси; поэтому обычно избегают приводить результаты биологических и иных определений в единицах массы гормона. Количество большинства полипептидных гормонов, определяемое с помощью биологических или радиоиммунологических методов, оценивают в системе единиц, ранее установленных ВОЗ. С другой стороны, поскольку стероидные и тиреоидные гормоны существуют в химически чистом виде, результаты их определения обычно выражают в единицах массы. Поскольку в разных лабораториях используют несколько (хотя и существенно) различающиеся реактивы и методики, каж-

дая лаборатория должна определять пределы нормальных колебаний концентрации гормонов в пробах, отбираемых в стандартных условиях и анализируемых с помощью тщательно охарактеризованных реактивов или моделей биологического исследования.

ИССЛЕДОВАНИЯ IN VIVO

Биологические определения могут выполняться на моделях in vivo или in vitro путем оценки действия постепенно меняющихся доз препарата сравнения или стандарта и интерполяции физиологического эффекта, вызываемого гормоном, количеством которого в пробе неизвестно. Как правило, в качестве относительно специфичного показателя оценивают определенную реакцию, на действие гормона. Например, сравнивают реакцию массы органа-мишени на действие различных доз неизвестного и стандартного гормонального препарата. Для того чтобы результаты определения имели силу, кривые доза—реакция для препарата сравнения и неизвестной пробы должны быть параллельными. Демонстративным примером служит биологическое определение активности ЛГ и ХГЧ in vivo по влиянию на массу вентральной части предстательной железы. Лютеинизирующий гормон (гормон гипофиза) и ХГЧ (плацентарный гормон) обладают неотличимой биологической активностью. При этом исследовании постепенно увеличивающиеся количества экстракта мочи вводят подкожно в дробных дозах гипофизэктомированным неполовозрелым самцам крыс на протяжении нескольких дней и в конце этого периода определяют массу вентральной части предстательной железы. Точно так же вводят постепенно увеличивающиеся дозы препарата сравнения, обладающего известной удельной биологической активностью ЛГ или ХГЧ, и массу вентральной части предстательной железы сравнивают с таковой у животных, получавших неизвестный препарат. Этот биологический метод адекватен для определения биологической активности как ЛГ, так и ХГЧ, поскольку оба гормона стимулируют синтез и секрецию тестостерона клетками Лейдига крысы, что в свою очередь через ряд биохимических этапов приводит к увеличению размеров вентральной части предстательной железы животного. Увеличение массы этого органа пропорционально количеству тестостерона, выделяемого семенниками, стимулированными ЛГ и ХГЧ. Гипофизэктомированных животных используют для того, чтобы исключить синтез и секрецию тестостерона в ответ на эндогенный Л Г. Этот метод является одним из классических и все еще применяется для характеристики препаратов ЛГ и ХГЧ. Он был впервые предложен более 40 лет назад Greep и соавт., а впоследствии модифицированы

[1, 2].

Поскольку наклоны кривой доза-реакция от одного биологического определения к другому могут значительно варьировать даже при использовании одного и того же препарата, то каждый раз при определении необходимо производить статистический анализ на параллелизм между наклонами и однородностью отклонений кривых доза— реакция для стандарта или препарата сравнения и неизвестного препарата. В идеальном случае следует определить эффект не менее, чем в 3 достаточно отдаленных друг от друга точках кривой доза—реакция с использованием проб от 3—5 животных на каждую точку для стандартного и неизвестного препарата. Только при параллелизме и гомогенности отклонений между стандартом и испытуемым препаратом можно сделать достоверный вывод о биологической активности и ее доверительных границах применительно к испытуемому препарату. При отсутствии такого параллелизма об активности испытуемого препарата судить нельзя. Легко убедиться, что при биологических исследованиях любого типа не должно определяться действие в одной точке.

За многие годы предложено огромное число методов биологического тестирования in vivo. Некоторые из них достаточно грубы, нечувствительны и неспецифичны, например инсулиновые судороги у мышей. Другие биологические методы значительно более специфичны и чувствительны и продолжают применяться для характеристики очищенных гормональных препаратов.

ИССЛЕДОВАНИЯ IN VITRO

Большинство методов in vivo требует относительно больших объемов плазмы, мочи или тканевых экстрактов, содержащих достаточное количество гормона, чтобы вызвать значимый биологический эффект. В связи с этим подобные исследования, хотя они очень важны для исходной характеристики различных гормональных препаратов, оказываются непригодными для рутинного клинического применения. За последние несколько лет разработаны различные методы биологического исследования in

vitro. Они не только специфичны, но и требуют значительно меньших объемов тканевых экстрактов или биологических жидкостей, что отражает их большую чувствительность. К сожалению, такие методы требуют уровня квалификации, пока еще не доступного для большинства лабораторий, осуществляющих рутинные клинические анализы.

Как правило, критерием сравнения служат различные дозы известного гормонального препарата, по отношению к которым можно интерполировать реакцию, вызываемую неизвестной пробой. Различные дозы или объемы неизвестной пробы исследуют в той же самой системе наблюдения, а варианты реакции как на неизвестный препарат, так и на препарат сравнения или стандарт анализируют на параллелизм и гомогенность отклонений. Последнее требование обязательно для любых определений гор-

монов как in vivo, так и in vitro.

Примером биологической системы in vitro служат клетки Лейдига, или интерстициальные клетки. Под влиянием стимуляции ЛГ пли ХГЧ клетки Лейдига синтезируют и секретируют тестостерон в количестве, зависимом от дозы стимулирующего гормона. С помощью известных методик [3] клетки Лейдига можно отделить от семенных канальцев. Эти клетки равномерно распределяют по пластинкам для клеточных культур и стимулируют различными концентрациями стандартных препаратов ЛГ и ХГЧ и различными объемами неизвестной пробы. Тестостерон секретируется в культуральную среду, и его концентрация определяется специфическим радиоиммунологическим методом.

При биологических исследованиях in vitro могут использоваться различные показатели; к ним относятся изменения концентрации стероидов, ферментов или циклических нуклеотидов. Вообще говоря, определения in vitro более чувствительны, чем соответствующие им определения in vivo, и требуют значительно меньших объемов экстрактов сыворотки, ткани или мочи. Однако при интерпретации результатов биологического исследования in vitro необходима особая осторожность, поскольку в такой системе гормон может быть биологически активным, a in vivo оказывать очень слабое действие. Это расхождение отражает тот факт, что гормон должен не только связываться со специфическим участком клеточной поверхности и «запускать» определенную последовательность биохимических сдвигов, но и быть доставленным к соответствующим клеточным рецепторам в высокой концентрации, чтобы насытить достаточное для воспроизведения эффекта число рецепторов. В некоторых случаях в силу будто бы небольших модификаций структуры гормона его клиренс может изменяться в значительной степени.

Для того чтобы гормон вступил во взаимодействие с рецептором, он должен быть биологически активным, т. е. иметь соответствующую конформацию для связывания специфическим рецептором с высоким сродством или прочностью связи. Однако гормон может быть биологически активным in vitro, но не обладать значительной биологической активностью in vivo в силу измененного из-за своих структурных особенностей метаболического клиренса. При исследовании биологической активности десиалилированного ХГЧ in vivo и in vitro обнаруживаются существенные расхождения ее [4—7]. После лишения молекулы ХГЧ сиаловой кислоты (десиалилация) in vitro гормон оказывает такой же, если не больший, биологический эффект, что и его нативная, полностью сиалилированная молекула [6, 7]. С другой стороны, in vivo он проявляет очень небольшую биологическую активность, отражающую степень десиалилации его молекулы. Это расхождение определяется значительно более коротким периодом полужизни десиалилированного ХГЧ в плазме по сравнению с интактным гормоном [5]. В связи с этим десиалилированный ХГЧ in vivo достигает своих клетокмишеней в концентрации, недостаточной для воспроизведения значительного биологического эффекта.

Методы определения одного и того же гормона в системах in vitro обычно более чувствительны, чем в системах in vivo. Некоторые методы биологического исследования in vitro обладают даже большей чувствительностью, чем радиоиммунологические методы определения концентрации гормона. Методы биологического исследования in vitro, в которых в качестве показателя эффекта используются не специфическое рецепторное связывание или активация аденилатциклазы, а другие биохимические процессы, обычно в десятки, а то и сотни раз более чувствительны, чем радиоиммунологические методы. Методы биологического определения гормонов in vitro в настоящее время не входят в число рутинных способов оценки состояния больного, за исключением тех редких случаев, когда можно предположить расхождение биологической и иммунологической активности гормона.