6 курс / Медицинская реабилитация, ЛФК, Спортивная медицина / Успехи геронтологии 2011 №01. Том 24

of receptors, of mineralocorticoids — MR and GR [31].

Therefore, although inhibitors of GC biosynthesis (methyrapone, aminoglutetimide, ketoconazol) and GC antagonist (mifepristone or RU 486) have found some usage in the treatment, e.g., of depression [4], this progress is quite small yet, perhaps, just because of hormesis.

Biorhythms of stress hormones

Another important aspect that should be considered in age-related pharmacotherapy is chronobiologic question. Really, GC demonstrate circadian and ultradian rhythms and participate in the regulation of other biorhythms as synchronizing agents [9, 22]. On our opinion, a therapy with drugs that have a participation of GC in their mechanisms of action, should be adjusted also in accord to the principles of chronopharmacology, especially, if these drugs are used for treatment during years and even decades, as is the case of anti-hypertensives and oral hypoglycemic agents, AD and BZD.

Neuroimmunoendocrine interactions

Generally, it is considered that human body contains three regulatory systems: nervous, endocrine and immune. It is important that GC occupy central positions in controlling all these three systems. However, today it is not completely clear, how GC participate in the neuroimmunoendocrine interactions [32]. We expect that the revelation of the role of GC and other stress hormones in the mechanisms of action of drugs used for the treatment of age-related diseases can help to clarify this rather complex aspect, especially, as referred to the interactions of GC with cytokines (interleukins, adipokines, etc.), as well as from the point of view of biorhythmology (see [19]).

Conclusion

Here we would like to propose again a caution in considering GC as hormones of principal importance in aging. We expect that in near future greater progress may occur in mathematical, theoretical and computational modeling, as referred to the role of GC and stress in aging and in the ontogeny as a whole. In this sense, we would like to note that the first theoretical achievement in relation to telomeres was made by Russian researcher A.M. Olovnikov already in 1971 (see the discussion in [7]). Today, experimental studies of telomeres and telomerase are

between the principal advances of gerontology. In fact, it is suggested that chronic stress provokes premature aging via shortening of telomeres [11]. By the way, GC are able to inhibit telomerase activity in lymphocytes [6]. However, there exist a lot of doubts and questions to be resolved, including the links between stress and GC, telomeres and telomerase, aging and age-related diseases.

Besides, we would like to attract the attention of researchers to the possibility of pharmacotoxicologic programming / imprinting [20], when the use of drugs or toxic substances in perinatal period can provoke unfavourable consequences in long term, up to the senescence. We have analyzed this phenomenon principally for GC [15]. However, if various drugs and toxic substances have a participation of GC in their mechanisms of action, then we should reconsider also their use in critical periods of development, such as periconceptional, perinatal and even adolescent one. This is especially important for drugs of abuse, considering the use of alcohol and tobacco during pregnancy and lactation. Fortunately, as referred to perinatal treatment with GC, the doubts are growing more and more about its adequacy (see [19]), especially, in relation to long-term consequences.

References

1.Abraham I. M., Meerlo P., Luiten P. G. M. Concentration dependent actions of glucocorticoids on neuronal viability and survival // Dose-Response. 2006. Vol. 4. P. 38–54.

2.Bamberger C. M., Schulte H. M., Chrousos G. P. Molecular determinants of glucocorticoid receptor function and tissue sensitivity to glucocorticoids // Endocr. Rev. 1996. Vol. 17. P. 245–261.

3.Bauer M. E. Chronic stress and immunosenescence: a review // Neuroimmunomodulation. 2008. Vol. 15. P. 241–250.

4.Brown E. S., Varghese F. P., McEwen B. S. Association of depression with medical illness: does cortisol play a role? // Biol. Psychiatry. 2004. Vol. 55. P. 1–9.

5.Calabrese E. J. et al. Biological stress response terminology: integrating the concepts of adaptive response and preconditioning stress within a hormetic dose-response framework // Toxicol.

Appl. Pharmacol. 2007. Vol. 222. P. 122–128.

6.Choi J., Fauce S. R., Effros R. B. Reduced telomerase activity in human T lymphocytes exposed to cortisol // Brain Behav.

Immun. 2008. Vol. 22. P. 600–605.

7.Demerath E. W., Cameron N., Gillman M. W. et al. Telomeres and telomerase in the fetal origins of cardiovascular disease: a review // Hum. Biol. 2004. Vol. 76. P. 127–146.

8.De Nicola A. F., Pietranera L., Beauquis J., et al. Steroid protection in aging and age-associated diseases // Exp. Geront. 2009. Vol. 44. P. 34–40.

9.Dickmeis T. Glucocorticoids and the circadian clock // J.

Endocr. 2009. Vol. 200. P. 3–22.

10.Else T. Telomeres and telomerase in adrenocortical tissue maintenance, carcinogenesis, and aging // J. Mol. Endocr. 2009. Vol. 43. P. 131–141.

11.Epel E. S. Psychological and metabolic stress: a recipe for accelerated cellular aging? // Hormones (Athens). 2009. Vol. 8. P. 7–22.

12.Ferrari E., Cravello L., Muzzoni B. et al. Age-related changes of the hypothalamic-pituitary-adrenal axis: pathophysiological correlates // Europ. J. Endocr. 2001. Vol. 144. P. 319–329.

13.Finch C. E., Rose M. R. Hormones and the physiological architecture of life history evolution // Q. Rev. Biol. 1995. Vol. 70. P. 1–52.

14.Giordano R., Di Vito L., Lanfranco F. et al. Elderly subjects show severe impairment of dehydroepiandrosterone sulphate and reduced sensitivity of cortisol and aldosterone response to the stimulatory effect of ACTH (1–24) // Clin. Endocr. 2001. Vol. 55.

P. 259–265.

15.Goudochnikov V. I. [Disorders in adults after perinatal exposure to glucocorticoids in excess] // 6. Congresso de Stress da ISMA-BR. Porto Alegre, 2006 [CD-ROM] (in Portuguese).

16.Goudochnikov V. I. Developmental programming of adult disease as a link to age-related mechanisms: a role of glucocorticoids // Adv. geront. (St. Petersburg). 2007. Vol. 20. P. 35–36.

17.Goudochnikov V. I. Comparison of age-related dynamics and gender differences in morbidity and mortality caused by several groups of diseases: no evidence for unique general scheme of aging potentially modifiable by perinatal programming // J. DOHaD. 2009. Vol. 1, Suppl. 1. P. S123.

18.Goudochnikov V. I. [Drugs of abuse and stress hormones: interrelations in ontogeny] // 9. Congresso de Stress da ISMA-BR. Porto Alegre, 2009 [CD-ROM] (in Portuguese).

19.Goudochnikov V. I. [Stress mediators in pathogeny of agerelated diseases] // 10. Congresso de Stress da ISMA-BR. Porto Alegre, 2010 [CD-ROM] (in Portuguese).

20.Goudochnikov V. I., Petersen R. Gender differences in psychotropic drug consumption may indicate enhanced risk of pharmacotoxicologic programming in perinatal period // J. DOHaD.

2009. Vol. 1, Suppl. 1. P. S332–S333.

21.Graham J. E., Christian L. M., Kiecolt-Glaser J. K. Stress, age, and immune function: toward a lilfe-span approach // J. Behav.

Med. 2006. Vol. 29. P. 389–400.

22.Haus E. Chronobiology in the endocrine system // Adv.

Drug Deliv. Rev. 2007. Vol. 59. P. 985–1014.

23.Hawkley L. C., Berntson G. G., Engeland C. G. et al.

Stress, aging, and resilience: can accrued wear and tear be slowed? // Can. Psychol. 2005. Vol. 46. P. 115–125.

24.Henning S. J. Postnatal development: coordination of feeding, digestion, and metabolism // Amer. J. Physiol. 1981. Vol. 241. P. G199–G214.

25.Juruena M. F., Cleare A. J., Bauer M. E., Pariante C. M.

Molecular mechanisms of glucocorticoid receptor sensitivity and relevance to affective disorders // Acta Neuropsychiat. 2003. Vol. 15. P. 354–367.

26.Kajantie E. Early-life events: effects on aging // Hormones

(Athens). 2008. Vol. 7. P. 101–113.

27.Landfield P. W., Blalock E. M., Chen K.-C., Porter N. M.

A new glucocorticoid hypothesis of brain aging: implications for

Alzheimer’s disease // Curr. Alzheimer Res. 2007. Vol. 4. P. 205– 212.

28.Laughlin G. A., Barrett-Connor E. Sexual dimorphism in the influence of advanced aging on adrenal hormone levels: the

Rancho Bernardo study // J. Clin. Endocr. Metab. 2000. Vol. 85.

P. 3561–3568.

29.Lavretsky H., Irwin M. R. Resilience and aging // Aging

Hlth. 2007. Vol. 3. P. 309–323.

30.Liggins G. C. The role of cortisol in preparing the fetus for birth // Reprod. Fertil. Develop. 1994. Vol. 6. P. 141–150.

31.Lupien S. J., Buss C., Schramek T. E. et al. Hormetic in-

fluence of glucocorticoids on human memory // Nonlinearity Biol. Toxicol. Med. 2005. Vol. 3. P. 23–56.

32.Marsiglia I. La psiconeuroinmunología: nueva visión sobre la salud y la enfermedad // Gac. Méd. Caracas. 2009. Vol. 117.

P. 183–195.

33.Masoro E. J. Glucocorticoids and aging // Aging Clin. Exp. Res. 1995. Vol. 7. P. 407–413.

34.McEwen B. S. Sex, stress and the hippocampus: allostasis, allostatic load and the aging process // Neurobiol. Aging. 2002. Vol. 23. P. 921–939.

35.McEwen B. S., Magariños A. M., Reagan L. P. Studies of hormone action in the hippocampal formation: possible relevance to depression and diabetes // J. Psychosom. Res. 2002. Vol. 53. P. 883–890.

36.Minois N. Longevity and aging: beneficial effects of exposure to mild stress // Biogerontology. 2000. Vol. 1. P. 15–29.

37.Pace T. W. W., Hu F., Miller A. H. Cytokine-effects on glucocorticoid receptor function: relevance to glucocorticoid resistance and the pathophysiology and treatment of major depression // Brain Behav. Immun. 2007. Vol. 21. P. 9–19.

38.Pardon M.-C. Stress and ageing interactions: a paradox in the context of shared etiological and physiopathological processes // Brain Res. Rev. 2007. Vol. 54. P. 251–273.

39.Parsons P. A. Rapid development and a long life: an association expected under a stress theory of aging // Experientia. 1996. Vol. 52. P. 643–646.

40.Patel N. V., Finch C. E. The glucocorticoid paradox of caloric restriction in slowing brain aging // Neurobiol. Aging. 2002. Vol. 23. P. 707–717.

41.Sapolsky R. M. Glucocorticoids, stress, and their adverse neurological effects: relevance to aging // Exp. Gerontol. 1999. Vol. 34. P. 721–732.

42.Sayer A. A., Cooper C., Barker D. J. P. Is lifespan determined in utero? // Arch. Dis. Child. 1997. Vol. 77. P. F162–F164.

43.Seaton K. E., Micozzi M. Is cortisol the aging hormone? // J. Adv. Med. 1998. Vol. 11. P. 73–94.

44.Seckl J. R., Meaney M. J. Glucocorticoid programming //

Ann. N.Y. Acad. Sci. 2004. Vol. 1032. P. 63–84.

45.Seeman T. E., Robbins R. J. Aging and hypothalamic-pi- tuitary-adrenal response to challenge in humans // Endocr. Rev.

1994. Vol. 15. P. 233–260.

46.Seeman T. E., McEwen B. S., Rowe J. W., Singer B. H.

Allostatic load as a marker of cumulative biological risk: MacArthur studies of successful aging // Proc. nat. Acad. Sci. 2001. Vol. 98. P. 4770–4775.

47.Stulnig T. M., Waldhäusl W. 11 beta-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 in obesity and type 2 diabetes // Diabetologia. 2004. Vol. 47. P. 1–11.

48.Surwit R. S., Schneider M. S. Role of stress in the etiology and treatment of diabetes mellitus // Psychosom. Med. 1993. Vol. 55. P. 380–393.

49.Wada H. Glucocorticoids: mediators of vertebrate ontogenetic transitions // Gen. Comp. Endocr. 2008. Vol. 156. P. 441–453.

50.Walker E. F., Diforio D. Schizophrenia: a neural diathesis — stress model // Psychol. Rev. 1997. Vol. 104. P. 667–685.

51.Whalley L., Dick F. D., McNeill G. A life-course approach to the aethiology of late-onset dementias // Lancet Neurol. 2006.

Vol. 5. P. 87–96.

52.Whittle W. L., Patel F. A., Alfaidy N. et al. Glucocorticoid regulation of human and ovine parturition: the relationship between fetal hypothalamic-pituitary-adrenal axis activation and intrauterine prostaglandin production // Biol. Reprod. 2001. Vol. 64. P. 1019–

1032.

53.Whitworth J. A., Brown M. A., Kelly J. J., Williamson P. M. Mechanisms of cortisol-induced hypertension in humans //

Steroids. 1995. Vol. 60. P. 76–80.

54.Willi S. M., Kennedy A., Wallace P. et al. Troglitazone antagonizes metabolic effects of glucocorticoids in humans: effects on glucose tolerance, insulin sensitivity, supression of free fatty acids, and leptin // Diabetes. 2002. Vol. 51. P. 2895–2902.

55.Worthman C. M., Kuzara J. Life history and the early origins of health differentials // Amer. J. Hum. Biol. 2005. Vol. 17.

P. 95–112.

56.Yang S., Zhang L. Glucocorticoids and vascular reactivity //

Curr. Vasc. Pharmacol. 2004. Vol. 2. P. 1–12.

Исследовано значение тимуса по влиянию эпифиза на число стромальных клеток-предшественников для колоний фибробластов (КОК-Ф), клеток-пред- шественников для гранулоцитарно-макрофагальных колоний (КОК-ГМ), СD3+-, СD4+- и СD8+-клеток в костном мозгу взрослых и старых мышей линии СВА/Са. Мышам ложнооперированным и с удаленным тимусом одноразово вводили Мелатонин вечером (сезон — весна) или Эпиталамин утром (сезон — лето и осень). После инъекции Мелатонина взрослым мышам число КОК-Ф и значение соотношения КОК-Ф/КОК-ГМ уменьшаются у ложнооперированных животных, тогда как

утимэктомированных — увеличиваются. Под влиянием Мелатонина соотношение СD4+/СD8+-клетки повышается у мышей с интактным тимусом и снижается у мышей с удаленной железой за счет повышения количества СD8+-клеток. Эпиталамин привел к повышению числа КОК-Ф летом, но не осенью; эффект ослабевает

умышей с удаленным тимусом. Направленность изменений показателей под влиянием факторов эпифиза у взрослых мышей с интактным тимусом соответствует особенностям их сезонных колебаний. После инъекции Мелатонина старым мышам соотношение КОК-Ф/КОК- ГМ несколько снижается у ложнооперированных животных и не изменяется — у тимэктомированных. У старых мышей под действием Мелатонина соотношение СD4+/ СD8+-клетки несколько повышается независимо от наличия тимуса. Итак, у взрослых мышей влияние факторов эпифиза (Мелатонин, Эпиталамин) на клеточный состав костного мозга, в первую очередь клетки микроокружения, имеет адаптивный характер и реализуется с участием тимуса. У старых мышей тимус также вовлекается в действие Мелатонина на костный мозг, но эффект менее выражен и проявляется, в основном, за счет изменения КОК-ГМ.

Ключевые слова: Мелатонин, Эпиталамин, тимус, костный мозг, возраст, мыши

Изучению биологической роли факторов эпифиза (шишковидной железы) разной природы уделяется пристальное внимание. Мелатонину принадлежит основное значение среди индолов железы во влиянии на функции организма [1, 12, 28]. Так, показано действие мелатонина на биологические ритмы, антиоксидантный, иммуномодулирующий, противоопухолевый эффекты и способность увеличивать продолжительность жизни.

Действие эпифизарных пептидов (Эпиталамин, Эпиталон) во многом сходно с мелатонином, что

взначительной степени объясняется их способностью повышать уровень мелатонина в эпифизах и крови животных [2, 14].

Вмеханизмах влияния эпифиза на иммунную систему особый интерес представляет изучение возможности действия его факторов на уровне функционирования центральных органов системы — костного мозга и тимуса (вилочковой железы). В литературе есть доказательства связи функционального состояния этих органов. Установлено, что гемопоэтические стволовые клетки костного мозга являются источником всех ростков кроветворения, в том числе и лимфоидных клеток; предшественники T-лимфоцитов мигрируют из костного мозга в тимус, где в дальнейшем проходят созревание до T-лимфоцитов c различными функциями [16, 20, 25, 30]. Часть T-клеток после созревания

втимусе попадает не только в периферические лимфоидные органы, но и в костный мозг, где они, наряду с мультипотентными стромальными клетками, входят в состав микроокружения костного мозга и влияют на кроветворение. Среди гормонов тимуса тимулин, или тимический сывороточный фактор (ТСФ), обладает высокой биологической активностью, реализует свое влияние на уровне всех отделов иммунной системы — костного мозга, тимуса и периферической иммунной системы [16, 22]. В частности, показана способность ТСФ влиять на миграцию предшественников T-клеток из костного мозга в тимус и изменять фенотипические характеристики тимоцитов. Кроме того, секретируясь в кровь, ТСФ взаимодействует с нейроэндокринной системой [27, 29].

Ранее нами получены результаты, свидетельствующие, с одной стороны, о существовании у

взрослых животных связи между функциями тимуса и костного мозга, а с другой — о влиянии эпифиза на функционирование этих центральных органов иммунной системы [6, 8, 9]. Так, у взрослых мышей после удаления тимуса число стромальных клеток-предшественников в костном мозгу снижается, тогда как введение таким животным биологически активных факторов тимуса (тималин) повышает их содержание. Мелатонин in vivo активирует эндокринную функцию тимуса и увеличивает долю СD4+-клеток в костном мозгу. По данным литературы, именно T-хелперы костного мозга влияют на гемопоэтические клетки путем изменения синтеза ряда цитокинов в ответ на введение Мелатонина [30].

С возрастом изменяются функциональное состояние эпифиза, тимуса, а также гемопоэз в костном мозгу; имеет свои особенности взаимодействие не только различных типов клеток в костном мозгу и гормонов тимуса с этими клетками, но и эпифиза с иммунной системой [8, 12, 13, 19, 23, 25].

Цель — исследование значения тимуса во влиянии мелатонина и эпиталамина на клеточный состав костного мозга взрослых и старых мышей.

Материалы и методы

Исследования выполнены на взрослых (4–5 мес) и старых (23–24 мес) самцах мышей линии СВА/Са, полученных из питомников Института генетической и регенеративной медицины АМН Украины и Института геронтологии АМН Украины им. Д. Ф. Чеботарёва. Исследования проводили в утреннее время суток при естественном режиме освещения.

В работе использовали модель тимэктомии, которая позволяет оценить значение в организме эндокринной и цитокринной функций органа [16]. Контрольная группа — ложнооперированные мыши. Для проведения операций животным внутрибрюшинно вводили 0,2 мл 2,5 % раствора Авертина. Через 1 мес после операции мышей разделили на группы: взрослые и старые ложнооперированные мыши, получившие растворитель или Мелатонин; взрослые и старые тимэктомированные мыши, получившие растворитель или Мелатонин; взрослые ложнооперированные мыши, получившие растворитель или Эпиталамин; взрослые тимэктомированные мыши, получившие растворитель или Эпиталамин.

Мелатонин («Sigma», США) вводили животным вечером (18.00) одноразово внутри-

брюшинно из расчета 0,1 мг на 1 кг массы тела. Полипептидный фактор эпифиза Эпиталамин вводили утром подкожно одноразово из расчета 5 мг на 100 г массы тела. Перед введением Мелатонин растворяли в 0,001 % растворе аскорбиновой кислоты, Эпиталамин — в 0,9 % растворе хлорида натрия. Указанные растворители служили в качестве контроля в опытах с введением мышам факторов эпифиза. Биологический материал (кровь и костный мозг) получали в утреннее время суток путем декапитации мышей под эфирным наркозом через 16 ч (в опытах с Мелатонином) или через 24 ч (в опытах с Эпиталамином) после инъекций препаратов. Сезон исследований — весна для Мелатонина; лето и осень — для Эпиталамина.

Гормональную функцию тимуса оценивали по содержанию в крови ТСФ [17]. Сыворотку пропускали через ультрафильтр CF-25 фирмы «Amicon» (США) для удаления высокомолекулярного ингибитора ТСФ. Результаты выражали в виде log2 титра гормона.

Количество клеток-предшественников для гранулоцитарно-макрофагальных колоний (КОКГМ) костного мозга определяли в полужидких агаровых культурах [18]. 3•105 клеток костного мозга вносили в 1 мл питательной среды McCoy 5A («Sigma») с добавлением 15 % эмбриональной сыворотки телят (ЭСТ), 1,6 % пирувата натрия, L-глутамина (10 ммоль/л), HEPES («Sigma», 20 ммоль/л), 0,94 % бикарбоната натрия и 1 % GM-CSF («Sigma», в конечной концентрации 0,5 нг/мл). Культивирование проводили в течение 9 сут при +37 °С в увлажненной газовой смеси, которая состояла из 5 % CO2 и 95 % комнатного воздуха.

Количество стромальных клеток-предшест- венников для колоний-фибробластов (КОК-Ф) определяли методом культивирования клеток костного мозга в моношаровых культурах [21]. 5•106 клеток костного мозга вносили в стерильные пластиковые флаконы для культивирования («Sarstedt», Германия) с площадью культуральной поверхности 25 см2 в 6 мл питательной среды, которая содержала 85 % RPMI-1640 («Sigma»), 15 % ЭСТ, L-глутамина (10 ммоль/л), HEPES («Sigma», 20 ммоль/л). Культивирование проводили в течение 12 сут при +37 °С в увлажненной газовой смеси, которая состояла из 5 % CO2 и 95 % комнатного воздуха.

Соответственно указанным методикам, на 9-е или 12-е сутки культивирования клеток костного мозга подсчитывали количество колоний, которые

состояли не менее чем из 50 клеток, и пересчитывали на общее количество ядросодержащих клеток костного мозга бедренной кости.

Для определения СD-маркеров на клетках костного мозга использовали моноклональные антитела (МАТ) анти-СD3, меченные перридинхлорофином, PerCP; анти-СD4, меченные фикоэритрином, РЕ, анти-СD8, меченные аллофикоцианином, АРС, «Becton Dickinson», США. Клетки костного мозга инкубировали с МАТ в течение 30 мин при +4 °С, отмывали, добавляли фосфатный буфер, содержащий 1 % ЭСТ, пропускали через клеточные фильтры с диаметром пор 70 мкл, разбавляли раствором FACSFlow для проточной цитометрии и анализировали на проточном цитофлюориметре-сортере BD FACSAria («Becton Dickinson», США).

Все работы с экспериментальными животными проводили с соблюдением законодательства и принципов биоэтики [15]. Результаты статистически обрабатывали с помощью параметрического t-критерия Стьюдента и непараметрического метода статистики (критерии Вилкоксона и Манна– Уитни) [4, 11].

Результаты и обсуждение

Влияние Мелатонина на клеточный состав костного мозга у мышей разного возраста в условиях изменения функционального состояния тимуса. Результаты исследований возрастных особенностей влияния Мелатонина на количество КОК-Ф, КОК-ГМ, СD3+-, СD4+-, СD8+-клеток в костном мозгу ложнооперированных мышей с удаленным тимусом представлены в

табл. 1 и 2.

Установлено, что в костном мозгу взрослых ложнооперированных мышей после инъекции Мелатонина относительное количество КОК-Ф существенно снижается, тогда как КОК-ГМ имеет лишь тенденцию к снижению (см. табл. 1). Это приводит к уменьшению у таких мышей соотношения количества КОК-Ф и КОК-ГМ по сравнению с контрольными ложнооперированными мышами (с 3,1 : 1,0 до 2,6 : 1,0). После введения Мелатонина тимэктомированным мышам относительное количество КОК-Ф, наоборот, повышается, в результате чего соотношение КОК-Ф и КОКГМ увеличивается по сравнению с контрольными тимэктомированными животными (с 2,6 : 1,0 до 4,5 : 1,0).

Таблица 1

После введения Мелатонина старым ложнооперированным мышам прирост относительного числа КОК-ГМ более выражен, чем КОК-Ф; при этом у таких мышей соотношение КОК-Ф/ КОК-ГМ ниже (1,8 : 1,0), чем у старых ложнооперированных мышей, получивших растворитель (2,1 : 1,0). У старых тимэктомированных мышей, которым вводили растворитель или Мелатонин, значения показателя практически не отличаются и составляют, соответственно, 2,0 : 1,0 и 2,0 : 1,0.

Следовательно, введение Мелатонина взрослым мышам вызывает разнонаправленный сдвиг в балансе стромальных и кроветворных клетокпредшественников: в случае наличия тимуса — в сторону КОК-ГМ, при его отсутствии — в сторону КОК-Ф. После инъекции Мелатонина старым мышам с интактным тимусом сдвиг в балансе КОК-Ф/КОК-ГМ в сторону последних менее выражен, чем у взрослых животных, а у старых мышей с удаленным тимусом после введения гормона соотношение КОК-Ф и КОК-ГМ практически не изменяется.

Установлено, что после введения Мелатонина соотношение количества СD4+/СD8+-клеток в костном мозгу взрослых ложнооперированных мышей несколько повышается, тогда как у взрослых тимэктомированных животных существенно снижается за счет значительного повышения количества СD8+-клеток (см. табл. 2). После инъекции гормона ложнооперированным или тимэкто-

мированным старым мышам соотношение СD4+/ СD8+-клеток увеличивается, преимущественно, из-за снижения числа СD8+-клеток в обеих группах, а также некоторого повышения числа СD4+- клеток у старых ложнооперированных мышей.

Итак, у взрослых мышей в направленности изменений в балансе числа СD4+/СD8+-клеток в костном мозгу, которые вызваны введением Мелатонина, имеет значение наличие тимуса. У старых животных подобной зависимости мы не обнаружили.

Влияние Эпиталамина на клеточный состав костного мозга у взрослых мышей с удаленным тимусом в зависимости от сезона года.

Установлено, что направление изменений числа КОК-Ф в костном мозгу взрослых ложнооперированных мышей после введения Эпиталамина имеет сезонные особенности, а именно — повышается летом и уменьшается осенью (табл. 3). Не установлено различий в числе КОК-Ф между тимэктомированными или ложнооперированными животными, которые получали Эпиталамин осенью, и показано их существование при проведении исследований летом. То есть, у взрослых мышей влияние Эпиталамина на стромальные клеткипредшественники костного мозга может реализоваться через тимус, однако проявление эффекта зависит от сезона года.

Влияние Мелатонина и Эпиталамина на эндокринную функцию тимуса у мышей разного

надпочечниковую систему, а кортикостерона — снижать число СD8+-клеток, которые являются наиболее чувствительными к этому гормону [5, 26, 27, 29]. Возможно, поэтому у тимэктомированных мышей после инъекции Мелатонина концентрация в крови кортикостерона не повышается [10], а количество СD8+-клеток, наоборот, существенно увеличивается, как нами установлено в этом исследовании. Итак, особенности взаимоотношений тимического гормона и кортикостерона под влиянием Мелатонина могут иметь значение для изменения клеточного состава костного мозга у взрослых мышей.

После введения Эпиталамина в разные сезоны года направленность изменений числа КОК-Ф в костном мозгу взрослых мышей с интактным тимусом соответствует особенностям сезонных колебаний количества этих клеток. Не исключено, что изменения числа КОК-Ф в костном мозгу могут быть связаны с повышением концентрации мелатонина в организме взрослых мышей после введения Эпиталамина [2]. При этом тимус включается в реализацию действия Эпиталамина на стромальные клетки-предшественники костного мозга, но эффект зависит от сезона года и, в отличие от Мелатонина, проявляется в большей дозе.

У старых ложнооперированных мышей действие Мелатонина на костный мозг происходит на фоне уже имеющихся возрастных изменений его клеточного состава, а также функционального состояния тимуса. Это, несомненно, может сказаться на особенностях реакции костного мозга на введение гормона [5, 22]. Имеют значение и возрастные изменения гипофизарно-надпочечниковой системы у мышей [8, 24]. Установлено, что у старых ложнооперированных мышей после введения Мелатонина количество КОК-Ф не снижается, как у взрослых животных, а изменения в соотношении КОК-Ф/КОК-ГМ в сторону последних наблюдаются, в основном, за счет увеличения числа КОК-ГМ. То есть, у старых мышей с интактным тимусом в ответ на введение Мелатонина в первую очередь реагирует кроветворная ткань костного мозга, что свидетельствует об изменении с возрастом чувствительности разных типов клеток костного мозга к действию регуляторных гормональных факторов. Поскольку такие изменения клеточного состава костного мозга наблюдаются у мышей с сохраненным тимусом, сопровождаются повышением в крови уровня ТСФ и нивелируются после тимэктомии, можно полагать, что при старении усиливается реакция кроветворной ткани костного

мозга на действие именно тимических факторов. Результаты подтверждаются нашими данными о том, что в костном мозгу старых мышей после введения биологически активных факторов тимуса число кроветворных клеток-предшественников увеличивается [3].

Направленность изменений в балансе КОК-Ф/КОК-ГМ у старых мышей, получивших Мелатонин, в основном, соответствует характеру его сезонного сдвига в норме, но он менее выражен, чем у взрослых мышей. В таких изменениях участвует тимус, так как у старых мышей с сохраненной железой изменения показателей под влиянием Мелатонина больше, чем у мышей без тимуса. У старых мышей изменения в соотношении СD4+/СD8+-клеток однонаправлены независимо от наличия тимуса, что может быть связано с усилением прямого влияния Мелатонина на СD4+- клетки костного мозга [10].

Заключение

Таким образом, у взрослых животных влияние факторов эпифиза (Мелатонин, Эпиталамин) на клеточный состав костного мозга, в первую очередь клетки микроокружения, имеет адаптивный характер и реализуется с участием тимуса. У старых мышей тимус также вовлекается в действие Мелатонина на клеточный состав костного мозга, но эффект менее выражен и осуществляется за счет преимущественного изменения кроветворных клеток-предшественников.

Благодарим чл.-кор. СЗО РАМН проф. В. Х. Хавинсона за препараты эпифиза, любезно предоставленные для исследований.

Литература

1.Анисимов В. Н. Молекулярные и физиологические механизмы старения. В 2-х т. СПб.: Наука, 2008. Т. 2.

2.Бондаренко Л. А., Анисимов В. Н. Возрастные особен-

ности влияния эпиталамина на метаболизм серотонина в шишковидной железе у крыс // Бюл. экспер. биол. 1992. № 2.

С. 194–195.

3.Бутенко Г. М., Лабунец И. Ф., Максюк Т. В. Возрастные

изменения цирканнуальных отношений количества стромальных и кроветворных клеток-предшественников в костном мозгу мышей как возможный фактор риска развития остеопороза // Пробл. остеології. 2000. № 3–4. С. 4–10.

4.Гублер Е. В., Генкин А. А. Применение непараметрических критериев статистики в медико-биологических исследованиях. Л.: Медицина, 1973.

5.Корнева Е. А., Шхинек Э. А. Гормоны и иммунная систе-

ма. Л.: Наука, 1988.

6.Лабунец И. Ф., Бутенко Г. М., Максюк Т. В. Влияние био-

логически активных факторов тимуса на функции костного мозга у взрослых и старых мышей СВА // Пробл. старения и

долголетия. 2000. №1. С.20–27.

7.Лабунец И. Ф., Бутенко Г. М., Хавинсон В. Х. Влияние биологически активных факторов эпифиза на функцию ти-

муса и клеточный состав костного мозга и селезенки у мы-

шей разного возраста // Бюл. экспер. биол. 2004. Т. 137. № 5.

С. 581–583.

8.Лабунец И. Ф., Бутенко Г. М., Драгунова В. А. и др.

Пептидные факторы эпифиза и ритмы функций тимуса и костного мозга у животных при старении // Успехи геронтол.

2004. Вып. 13. С. 81–89.

9.Лабунець І. Ф. Циркануальний ритм клітинного скла-

ду кісткового мозку у тварин при старінні: роль чинників епіфіза // Фізіол. журнал. 2007. Т. 53. № 6. С. 52–59.

10.Лабунець І. Ф., Родніченко А. Є., Кирик В. М. та ін.

Вплив мелатоніну на клітинний склад кісткового мозку тва-

рин різного віку за умов модуляції функціонального стану

тимуса // Тези Y Національного конгресу геронтологів та геріатрів України (м. Київ, 12–14 жовтня) // Пробл. старения и долголетия. 2010. Т. 19. № 3(Б)34. С. 237.

11.Лакин Г. Ф. Биометрия. М.: Высш. шк., 1990.

12.Мелатонин в норме и патологии / Под ред. Ф. И. Комарова и др. М.: Медпрактика-М., 2004.

13.Полякова В. О., Князькин И. В., Коновалов С. С. и др.

Эффекты действия мелатонина на старение клеток тимуса

ипериферические T-лимфоциты in vitro // Успехи геронтол. 2005. Вып. 17. С. 10–14.

14.Хавинсон В. Х., Анисимов В. Н. Пептидные биорегуля-

торы и старение. СПб.: Наука, 2003.

15.Этическая экспертиза биомедицинских исследований.

Практические рекомендации / Под общ. ред. Ю. Б. Белоусова.

М.: Рос. об-во клин. исследователей, 2005.

16.Ярилин А. А., Пинчук В. Г., Гриневич Ю. А. Структура

тимуса и дифференцировка T-лимфоцитов. К.: Наукова дум-

ка, 1991.

17.Bach J. F., Dardenne M., Bach M. A. Demonstration of a circulation thymic hormone in mouse and in man // Transplant.

Proc. 1973. Vol. 1. № 1. P. 99–104.

18.Bradley T. R., Metcalf D. The growth of mouse bone marrow cells in vitro // Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 1966. Vol. 44. P. 286–300.

19.Chen J. Senescence and functional failure in hematopoietic stem cells // Exp. Hematol. 2004. Vol. 32. P. 1025–1032.

20.Di Rosa F., Pabst R. The bone marrow: a nest for migratory memory T cells // Trends in immunology. 2005. Vol. 26. № 7. P. 360–366.

21.Friedenstein A. J., Chailakhyan N. V., Latsinic A. F. et al.

Stromal cells responsible for transferring the microenvironment of hemopoietic tissues cloning in vitro and retransplantation in vivo // Transplantation. 1974. Vol. 17. P. 331–340.

22.Goya R. G., Bolognani F. Homeostasis, thymic hormones and aging // Gerontology. 1999. Vol. 45. № 3. P. 174–178.

23.Hirokawa K. Immunity and aging // Principles and practice in geriatric medicine. Ed. M.S.G.Parthy. John Willey&Sons Ltd, 1998. P. 35–47.

24.Hormone, age and cancer / Ed. by L. M. Berstein.

St. Petersburg: Nauka, 2005.

25.McCormick K. P., Haar J. L. Bone marrow-thymus axis in senescence // Amer. J. Anatomy. 1991. Vol. 191. № 3. P. 321–324.

26.Millengton G., Buckingham J. C. Thymic peptides and neu- rorndocrine-immune communication // J. Endocr. 1992. Vol. 133. № 2. P. 163–169.

27.Reggiani P. C., Morel G. R., Console G. M. et al. The

thymus-neuroendocrine axis. Physiology, molecular biology, and therapeutic potential of the thymic peptide thymulin // Neuroimmunomodulation: Ann. N.Y. Acad. Sci. 2009. № 1. Р. 98– 106.

28.Reiter R. J. Experimental observations related to the utility of melatonin in attenuating age-related diseases // Adv. geront. 1999. № 3. P. 121–132.

29.Savino W., Dardenne M. Neuroendocrine control of thymus physiology // Endocrine reviews. 2000. Vol. 21. № 4. P. 412–443.

30.Srinivasan V., Maestroni G. J. M., Cardinalli D. P. et al.

Melatonin, immune function and aging // Immunity Aging. 2005.

№2. P. 17.