6 курс / Медицинская реабилитация, ЛФК, Спортивная медицина / Успехи геронтологии 2011 №01. Том 24

у22-месячных — на 30,6 % (p1<0,05), у 24-ме- сячных — на 90,9 % (p1<0,001). В литературе также имеются сведения о возрастзависимом повышении уровня мочевины в плазме крови, что связывают со снижением гломерулярной фильтрации при старении [21].

Уровень мочевой кислоты в плазме крови крыс при старении также повышается: у 4-месячных —

на 18,4 % (p1<0,02), у 6-месячных — на 24,1 % (p1<0,001),у8-месячных—на37,6 %(p1<0,001),

у12-месячных — на 41,5 % (p1<0,001), у 16-ме- сячных — на 46,2 % (p1<0,001), у 18-месяч- ных — на 30 % (p1<0,001), у 24-месячных — на 61,4 % (p1<0,001), при этом нужно отметить, что

у6-, 8-, 12-, 16-, 20- и 22-месячных животных содержание мочевой кислоты в плазме крови по отношению к предшествующей для каждого указанного возраста группе достоверно не изменяется, повышаясь лишь у крыс 24-месячного возраста

на 39,5 % (p2<0,02) по сравнению с предыдущей 22-месячной группой, то есть, повышаясь в плазме крови животных 4-, 6-месячного возраста, далее содержание мочевой кислоты остается на одном уровне в плазме крови 8-, 12-, 16-, 20- и 22-ме- сячных крыс.

Регулярное введение ДСИП животным разного возраста приводит к умеренному повышению содержания мочевины в плазме крови 4-месяч-

ных крыс на 20,7 % (p3<0,05), 6-месячных — на 18,4 % (p3<0,001), 8-месячных — на 14,8 % (p3<0,001), 16-месячных — на 32 % (p3<0,02), 18-месячных — на 22,1 % (p3<0,03), а также умеренному повышению содержания мочевой кислоты в плазме крови 4-месячных крыс на 15,8 %

(p3<0,02), 6-месячных — на 16,5 % (p3<0,05), 8-месячных — на 15,7 % (p3<0,05), 18-месяч- ных—на11,3 %(p3<0,001)посравнениюсинтактными животными соответствующих возрастных групп. При этом нужно отметить, что содержание мочевины в плазме крови 12-, 20- и 22-месячных крыс и мочевой кислоты у 12-, 16-, 20- и 22-ме- сячных животных под влиянием ДСИП достоверно не изменяется. Интересно, что в плазме крови 24-месячных животных на фоне введения ДСИП имеет место снижение как концентрации мочеви-

ны, так и мочевой кислоты на 23,4 % (p3<0,02) и 21,1 % (p3<0,004), соответственно, по сравнению с интактными животными того же возраста. Нерегулируемое увеличение тканевого содержания веществ с выраженными антиокислительными свойствами в определенных условиях может привести к активизации побочных реакций с образованием токсических продуктов, прооксидантов и даже АФК. Показано, что в высоких концентрациях

урат стимулирует секрецию О2– гранулоцитами; такая прооксидантная функция мочевой кислоты становится значимой при патологическом повышении ее содержания в сыворотке крови — например, у больных подагрой [29]. Кроме того, в присутствии Cu2+ и молекулярного кислорода мочевая кислота может усиливать окисление липопротеидов низкой плотности и индуцировать разрывы нитей ДНК [24]. Такое действие мочевой кислоты связывают с ее способностью восстанавливать ионы меди в каталитически активную форму Cu+. Это, вероятно, может объяснить умеренное повышение под влиянием ДСИП уровня мочевины и мочевой кислоты в плазме крови крыс разного возраста и снижение исследуемых показателей у старых животных.

Таким образом, ДСИП повышает емкость неферментативной антиоксидантной системы в тканях крыс при старении организма. В плазме крови действие ДСИП не имеет столь выраженного влияния, носит умеренный и разнонаправленный характер.

Выводы

Проведенное исследование свидетельствует, что при физиологическом старении организма состояние антиоксидантной системы характеризуется истощением, главным образом, ее ферментативного звена. Экзогенный ДСИП повышает емкость антиоксидантной системы тканей в ходе старения организма. Антиоксидантное действие ДСИП направлено как на увеличение мощности эндогенной неферментативной, так и, особенно, ферментативной антиоксидантной системы, особенно в позднем онтогенезе.

Геропротекторная активность ДСИП при физиологическом старении организма реализуется в предотвращении чрезмерного свободнорадикального окисления липидов. Регулирующий эффект ДСИП обусловлен его антиоксидантным действием.

Литература

1.Арутюнян А. В., Козина Л. С. Механизмы свободнорадикального окисления и его роль в старении // Успехи геронтол. 2009. Т. 22. № 1. С. 104–116.

2.Войтенков В. Б., Попович И. Г., Забежинский И. А. и

др. Влияние препарата пептида дельта-сна «Дельтаран» на продолжительность жизни, физиологические показатели и

канцерогенез у мышей // Успехи геронтол. 2009. Т. 22. № 4.

С. 646–654.

3.Камышников В. С. Справочник по клинико-биохимиче-

ским исследованиям и лабораторной диагностике. М.: МЕД- пресс-информ, 2004.

4.Королюк М. А., Иванова Л. И., Майрова И. Г., Тока-

рев В. Е. Метод определения активности каталазы // Лаб.

дело. 1988. № 1. С. 16–19.

5.Лущак В. И. Свободнорадикальное окисление белков и его связь с функциональным состоянием организма //

Биохимия. 2007. Т. 72. № 8. С. 995–1017.

6.Меньщикова Е. Б., Зенков Н. К. Антиоксиданты и инги-

биторы радикальных окислительных процессов // Успехи со-

врем. биол. 1993. Т. 113. № 4. С. 442–445.

7.Меньщикова Е. Б., Ланкин В. З., Зенков Н. К. и др. Окис-

лительный стресс. Прооксиданты и антиоксиданты. М.: Фир-

ма «Слово», 2006.

8.Михалева И. И., Войтенков Б. О. Пептид дельта-сна и Дельтаран: от химико-биологических исследований к медицине // Новые лекарственные препараты. 2007. № 3. С. 6–20.

9.Рихирева Г. Т., Булатова М. К., Шарыгин В. Л. и др.

Механизм биологического действия ДСИП включает процесс активации синтеза дезоксирибонуклеотидов // Изв. РАН. (Сер. Биология). 2009. № 4. С. 462–467.

10.Рихирева Г. Т., Маклецова М. Г., Менджерицкий А. М.

идр. Изменение интенсивности свободнорадикальных реакций в органах крыс при гипокинетическом стрессе и защите дельта-сон индуцирующим пептидом // Изв. РАН. (Сер.

Биология). 1993. № 2. С. 243–255.

11.Самецкий Е. А. Пластичность нейрональных структур при действии пирацетама и дельта-сон индуцирующего пептида в условиях гипотермии: Автореф. дис. канд. биол. наук. 1996.

12.Сирота Т. В. Новый подход в исследовании процесса

аутоокисления адреналина и использование его для измерения активности супероксиддисмутазы // Вопр. мед. химии.

1999. № 3. С. 263–272.

13.Стальная И. Д., Горишвили Т. Д. Метод определения

малонового диальдегида с помощью тиобарбитуровой кислоты. Современные методы в биохимии. М: Медицина, 1977.

14.Хавинсон В. Х., Баринов В. А., Арутюнян А. В., Мали-

нин В. В. Свободнорадикальное окисление и старение. СПб.:

Наука, 2003.

15.Bondarenko T. I., Mikhaleva I. I. The influence of DSIP upon the hipophysis-adrenal cortex system in rats under normal and cold stress conditions // In: Delta-sleep inducing peptide. Theoretical and applied aspect. Rostov-on-Don, 1991. P. 17–19.

16.Cutler R. G. Oxidative stress: its potential relevance to human disease and longevity determinants // Age. 1995. Vol. 18.

P. 91–96.

17.Gonga Akbulut K., Gonu I. B., Akbulut H. Differential effects of pharmacological doses of melatonine on malodialdehide and glutathione levels in young and old rats // Gerontologia. 1999. Vol. 45. № 2. P. 67–71.

18.Harman D. Free radical theory of aging: an update: increasing the functional life span // Ann. N.Y. Acad. Sci. 2006. Vol. 1067. P. 10–21.

19.Mo J. Q., Hom D. G., Andersen J. K. Decreases in protective enzymes correlates with increased oxidative damage in the aging mouse brain // Mech. Aging Dev. 1995. Vol. 81. № 2–3. P. 73–82.

20.Musci G., Bonaccorsi di Patti C. M., Fagiolo U. Age-related changes in human ceruloplasmin // J. biol. Chem. 1993. Vol. 268. № 18. P. 13388–13395.

21.Mush W., Verfaillie L., Decaux G. Age-related increases in plasma urea level and decreases in fractional urea excretion: clinical application in the syndrome of inappropriate secretion of antidiuretic hormone // Clin. J. Amer. Soc. Nephrol. 2006. Vol. 1.

P. 909–914.

22.Petterson S. L., Stevenson P. M. Changes in catalase activity and concentration during ovarian development and differentiation // Biochem. Biophis. Acta Mol. Cell Res. 1992. Vol. 1135.

№ 2. P. 207–214.

23.Popovich I. G., Voitenkov B. O., Anisimov V. N. et al. Effect of delta-sleep inducing peptide-containing preparation Deltaran on biomarkers of aging, life span and spontaneous tumor incidence in female SHR mice // Mech. Aging Dev. 2003. Vol. 124. № 6. P. 721–731.

24.Sanguinetti S. M., Batthyany C., Trostchansky A. Nitric oxide inhibits prooxidant actions of uric acid during copper-mediated

LDL oxidation // Arch. Biochem. Biophys. 2004. Vol. 423. P. 302– 308.

25.Schoenenberger G. A. Characterisation, properties and multivariate function of delta-sleep inducing peptide (DSIP) // Europ. Neurol. 1984. Vol. 23. P. 912–921.

26.Schmucker D. L. Age-related changes in liver structure and function: implication for disease? // Exp. Geront. 2005. Vol. 40.

P. 650–659.

27.Schriner S. E., Linford N. J., Martin G. M. Extension of life span by overexpression of catalase targeted to mitochondria //

Science. 2005. Vol. 308. P. 1875–1876.

28.Tanq T. K. Free radical theory of erythrocyte aging // J. Formos. Med. Assoc. 1997. Vol. 96. № 10. P. 779–783.

29.Thomas M. J. Urate causes the human polymorphonuclear leucocyte to secret superoxide // Free Radic. Boil. Med. 1992.

Vol. 12. P. 89–91.

30.Wong Y. T., Ruan R., Tay F. E. H. Relationship between levels of oxidative DNA damage, lipid peroxidation and mitochondrial membrane potential in young and old F344 rats // Free Radic. Res. 2006. Vol. 40. P. 393–402.

Целью работы явилось исследование действия пептидов Lys—Glu—Asp—Gly и Ala—Glu—Asp—Gly, сконструированных и синтезированных на основании изучения аминокислотного состава пептидов передней и задней долей гипофиза, на морфологическую структуру и гормональную активность щитовидной железы у половозрелых и старых кур. Установлено, что удаление гипофиза вызывает атрофические изменения в щитовидной железе и развитие вторичного гипотиреоза. Введение на этом фоне тетрапептидов Lys—Glu—Asp—Gly и Ala—Glu—Asp—Gly в значительной степени препятствует этим нарушениям, увеличивая содержание тиреотропного гормона, а также Т3 и Т4. В группе однолетних птиц гормональная функция и морфологическая структура щитовидной железы восстанавливались в большей степени, чем у пятилетних кур.

Ключевые слова: гипофизэктомия, щитовидная железа, пептиды Lys—Glu—Asp—Gly и Ala—Glu—Asp—Gly, ТТГ, Т3, Т4

Нашими прежними исследованиями [11, 15– 17] установлено, что удаление гипофиза у птиц разного возраста приводит к развитию вторичного иммунодефицита, гиперкоагуляции и депрессии фибринолиза. Введение на этом фоне тетрапептидов, синтезированных на основе изучения аминокислотного состава экстрактов передней (Lys— Glu—Asp—Gly) и задней (Ala—Glu—Asp—Gly) долей гипофиза [20], на протяжении сорока дней сопровождалось ликвидацией указанных изменений [13, 14, 17].

Известно, что гипофиз является основным регулятором деятельности щитовидной железы. В то же время, гормоны щитовидной железы оказывают выраженное влияние как на иммунитет, так и на состояние системы гемостаза [7, 8, 10]. Всё сказанное заставило нас изучить, как изменяется деятельность и морфологическая структура щитовидной железы под воздействием синтезированных пептидов.

Материалы и методы

Наши эксперименты проведены на взрослых (годовалых) и старых (пятилетних) курах. Каждая возрастная группа состояла из 45 птиц и была подразделена на 4 подгруппы: 1-я контрольная — ложнооперированные; 2-я контрольная — гипофизэктомированные, которым вводили физиологический раствор; гипофизэктомированные, получавшие для коррекции выявленных сдвигов тетрапептиды передней (Lys—Glu—Asp—Gly) — 3-я опытная — и задней (Ala—Glu—Asp—Gly) — 4-я опытная — долей гипофиза. Препараты вводили внутримышечно в дозе 0,1 мг/кг массы один раз в сутки в течение 40 дней, начиная с 5-х суток после удаления гипофиза.

Гипофизэктомию осуществляли следующим образом. Под эфирным наркозом делали прокол основной кости и дна турецкого седла иглой диаметром 1–2 мм. По образованному каналу вводили щипцы от эндоскопа (производства Япония) и ими отсекали, а затем извлекали гипофиз из черепной коробки. Качество удаления гипофиза контролировали при умерщвлении птицы.

В качестве 1-й контрольной группы служили ложнооперированные куры. При этом воспроизводили все этапы вмешательства, за исключением удаления гипофиза. После операции птицы как опытных, так и контрольных групп в течение 5 дней получали антибиотики (Левомицетин) в дозе 2 мг на одного цыпленка.

Забор крови и удаление щитовидной железы для производства гистологических препаратов осуществляли под эфирным наркозом. Содержание, питание, уход за птицами и выведение их из эксперимента осуществляли в соответствии с требованиями «Правил проведения работ с использовани-

ем экспериментальных животных» (Приложение к приказу МЗ СССР от 12.08.1977 г. № 755).

Определение гормонов проводили методом твердофазного иммуноферментного анализа с применением соответствующих реагентов фирмы «АлкорБио» (Россия) и использованием восьмиканального фотометра вертикального сканирования «DigiScan» (Австрия).

Гистологическое исследование щитовидных желез осуществляли традиционным способом заливки материала в парафин. Срезы окрашивали гематоксилином и эозином [12, 18]. При выборе морфологических критериев оценки функциональной активности щитовидной железы руководствовались работами Г. Г. Автандилова [1], В. А. Кириллова и др. [9]. Нами учитывались следующие морфологические и морфометрические показатели: фактор формы фолликулов и средняя площадь фолликулов, их число в поле зрения, соотношение крупных, средних и мелких фолликулов, высота тиреоидного эпителия, площадь сечения ядер тироцитов, ядерно-цитоплазматическое соотношение (ЯЦС), а также наличие фолликулярного и интерфолликулярного эпителия.

Все полученные данные обработаны методом вариационной статистики для связанных и не связанных между собой наблюдений [6], а также вычислены показатели достоверности различий (p) с использованием программы Microsoft Excel 2003 и «BIOSTAT».

Результаты и обсуждение

Общий план гистологического строения щитовидной железы птиц сходен, в основном, с другими животными и человеком. Снаружи орган покрыт двухслойной соединительнотканной капсулой, плотно срастающейся с общей сонной артерией и яремной веной. От капсулы в глубь органа отходят тонкие и более толстые соединительнотканные прослойки, которые, соединяясь в центре, придают железе дольчатое строение.

Паренхима железы в норме смешаннофолликулярного типа и состоит из трех компонентов (фолликулы, межфолликулярные эпителиальные островки и парафолликулярные клетки), объединенных в структурно-функциональные комплексы — тироидоны.

У старых птиц, по сравнению с годовалыми, отмечалось незначительное увеличение абсолютной массы щитовидной железы и утолщение соединительнотканной капсулы. Фактор формы

фолликулов у молодых и старых кур приближался к значению 0,9, то есть фолликулы имеют округлую форму. Фолликулы выстланы однослойным кубическим эпителием, высота которого варьирует даже в пределах одного образования, но в среднем составляет 6,72 мкм. В полиморфных тироцитах просматривается крупное округлое ядро со светлой кариоплазмой и ядрышками. Цитоплазма клеток оксифильная, гетерогенная. Полость фолликулов заполнена оксифильно окрашенным коллоидом с небольшим количеством вакуолей резорбций, расположенных над апикальным полюсом тироцитов. Увеличение площади сечения фолликулов, уменьшение числа фолликулов в поле зрения, снижение высоты тироцитов, а также повышение ЯЦС свидетельствует о снижении функциональной активности щитовидной железы у старых птиц (таблица).

Морфологические данные нашли подтверждение в биохимических исследованиях периферической крови: по сравнению с годовалыми птицами, у пятилетних кур активность ТТГ снижалась в 1,7 раз, Т3 — в 1,5, Т4 — в 1,2, свободного тироксина — в 1,5 раза.

Прежде всего, следует отметить, что удаление гипофиза как у половозрелых кур, так и старых птиц приводит к резкому уменьшению массы тела. Особенно интенсивно масса тела снижается у половозрелых птиц.

У годовалых и пятилетних гипофизэктомированных птиц при отсутствии стимуляции ТТГ наблюдалось резкое снижение процессов выведения тиреоглобулина, что приводило к накоплению коллоида внутри фолликулов. В результате, последние приобретали гигантские размеры и количество их в поле зрения резко уменьшалось (иногда до 0,5–1). Так, у птиц, гипофизэктомированных в возрасте один год, на 45-е сутки после операции размер фолликулов увеличивался в 5, а у старых кур — в 4,5 раза. Коллоид в гигантских фолликулах имел однородную консистенцию, окрашивался оксифильно, вакуоли резорбции отсутствовали. Увеличение размеров фолликулов сопровождалось снижением высоты тиреоидного эпителия — из кубического он превращался в плоский, а на апикальной поверхности тироцитов исчезали микроворсинки. В среднем высота тироцитов уменьшалась в 3–5 раз. Одновременно гипофизэктомия приводит к увеличению ЯЦС, причем в группе старых птиц оно возрастало слабее, чем у годовалых кур, так как изначально было высоким. Функционально неактивный компонент щитовидной железы — строма — при

гипофизэктомии также подвергался атрофии, ибо толщина капсулы после операции у кур,

всравнении с интактными птицами, уменьшалась на 15–20 %. Соединительнотканные перегородки при этом истончались, что можно объяснить отсутствием СТГ.

Таким образом, морфологические, морфометрические и биохимические данные свидетельствуют о чрезвычайно низкой, возникшей после гипофизэктомии, функциональной активности щитовидной железы. Введение

Lys—Glu—Asp—Gly и Ala—Glu—Asp—Gly

годовалым и пятилетним птицам с удаленным гипофизом приближает массу тела и щитовидной железы к норме. Одновременно у них увеличивается концентрация ТТГ и всех тиреоидных гормонов, хотя значительно отстает от нормы (см. таблицу). Под влиянием синтезированных пептидов у гипофизэктомированных кур происходит интра- и межфолликулярная пролиферация, которая приводит к появлению микрофолликулов, сосредоточенных, как правило, в центре долек. В то же время, средняя площадь сечения микрофолликулов у них остается в 9–12 раз меньше, чем у гипофизэктомированных птиц, получавших физиологический раствор, и почти в 2 раза меньше, чем у ложнооперированных кур. При этом стенки микрофолликулов остаются выстланными кубическим эпителием, высота которого оказалась значительно больше, чем у гипофизэктомированных кур, но несколько ниже, чем в группе ложнооперированных птиц (см. таблицу, рис. 1–8).

Следует отметить, что увеличение концентрации тиреотропного гормона и тиреоидных гормонов под воздействием Lys—Glu—Asp— Gly и Ala—Glu—Asp—Gly у годовалых гипофизэктомированных кур происходило сильнее, чем у пятилетних птиц (р<0,05). Сказанное

вравной мере относится и к восстановлению морфологической структуры щитовидной железы, возникающему под воздействием применяемых нами тетрапептидов.

Мы особо хотим обратить внимание на то, что под воздействием применяемых пептидов происходила нормализация массы тела как у половозрелых, так и у старых птиц. Аналогичные результаты были нами получены на неонатально гипофизэктомированных цыплятах, а также на птицах 5-, 20- и 1,5-ме- сячного возраста [11, 15, 17]. Полученные

Рис. 1. Интактная щитовидная железа, забор в 1 год.

Здесь и на рис. 2–8. Ув.: об. 40, ок. 10. Окраска гематоксилином и эозином

Рис. 3. Влияние пептидов передней доли гипофиза на структуру щитовидной железы после гипофизэктомии, проведенной в возрасте 1 год, забор на 45-е сутки

после гипофизэктомии

Рис. 5. Интактная щитовидная железа, забор в 5 лет

Рис. 2. Щитовидная железа через 45 сут после гипофизэктомии, проведенной в возрасте 1 год

Рис. 4. Влияние пептидов задней доли гипофиза на структуру щитовидной железы после гипофизэктомии, проведенной в возрасте 1 год, забор на 45-е сутки

после гипофизэктомии

Рис. 6. Щитовидная железа через 45 сут после гипофизэктомии, проведенной в возрасте 5 лет

Рис. 7. Влияние пептидов передней доли гипофиза на структуру щитовидной железы после гипофизэктомии, проведенной в возрасте 5 лет, забор через 45 сут

после гипофизэтомии

данные могут быть объяснены лишь тем, что под влиянием пептидов Lys—Glu—Asp—Gly и Ala— Glu—Asp—Gly в крови у птиц возрастает концентрация СТГ.

Одинаковое же действие используемых пептидов на морфологическую структуру и гормональную функцию щитовидной железы связано с наличием трех аминокислот (Glu—Asp—Gly), расположенных в обоих тетрапептидах в одинаковой последовательности.

Возникает вопрос: почему после удаления гипофиза под воздействием применяемых нами пептидов возрастает уровень ТТГ?

Многочисленными исследованиями установлено, что гормоны гипофиза, в том числе соматотропный и тиреотропный, могут образовываться в самых различных тканях и клетках АПУД-системы, вилочковой железе и даже лимфоцитах [2–5, 19].

Следует особо подчеркнуть, что действие тетрапептидов Lys—Glu—Asp—Gly и Ala—Glu— Asp—Gly на функцию щитовидной железы носит строго специфический характер, ибо они непосредственно связаны с деятельностью гипофиза. Введение гипофизэктомированным птицам тетрапептида Кортагена (Ala—Glu—Asp—Pro), отличающегося от тетрапептида задней доли гипофиза концевой аминокислотой, и дипептида Вилона (Lys—Glu), являющегося составной частью тетрапептида передней доли гипофиза, не вызывает нормализации иммунитета, гемостаза и функции щитовидной железы [11, 15, 16].

Рис. 8. Влияние пептидов задней доли гипофиза на структуру щитовидной железы после гипофизэктомии, проведенной в возрасте 5 лет, забор через 45 сут после гипофизэктомии

Выводы

Все приведенные данные свидетельствуют о том, что у половозрелых и старых птиц удаление гипофиза вызывает атрофические изменения в щитовидной железе и развитие вторичного гипотиреоза. Введение же на фоне удаленного гипофиза тетрапептида Lys—Glu—Asp—Gly или Ala—Glu—Asp—Gly в значительной степени препятствовало этим нарушениям, причем в группе годовалых птиц гормональная функция и морфологическая структура щитовидной железы восстанавливались в большей степени, чем у пятилетних кур.

Нет никакого сомнения в том, что действие исследуемых нами пептидов, синтезированных на основе изучения аминокислотного состава цитомединов передней и задней долей гипофиза [20], на морфологическую структуру и деятельность щитовидной железы носит специфический характер.

Литература

1.Автандилов Г. Г. Медицинская морфометрия. М.: Меди-

цина, 1990.

2.Акмаев И. Г. Проблемы и перспективы развития нейроиммуноэндокринологии // Пробл. эндокринол. 1999. Т. 45.

№5. С. 3–8.

3.Акмаев И. Г., Гриневич В. В. От нейроэндокринологии к нейроиммуноэндокринологии // Бюл. экспер. биол. 2001.

Т. 131. № 1. С. 22–32.

4.Ашмарин И. П., Каразеева Е. П. Новые роли высокоста-

бильных олигопептидов, нейротрофинов и иммуномодулято-

ров в регуляторном континууме // Успехи физиол. наук. 2003.

Т. 34. № 1. С. 14–19.

5.Ашмарин И. П., Данилова Р. А., Обухова М. Ф. Длитель-

ная коррекция функции мозга. Перспективы иммунологических подходов // Вестн. РАМН. 2001. № 4. С. 27–30.

6.Гланц С. Медико-биологическая статистика. М.: Прак-

тика, 1999.

тусе при первичном гипотиреозе // Пробл. эндокринол. 1989.

№4. С. 38–41.

8.Епишин А. В., Грицыв В. Е., Венгер Е. П. Иммунные на-

рушения у больных первичным гипотиреозом // Врач. дело. 1991. № 6. С. 51–53.

9.Кириллов В. А., Ющенко Ю. П., Демидчик Е. П. Морфо-

метрия щитовидной железы // Арх. пат. 1994. № 3. 65–68.

10.Киричук В. Ф., Балуда В. П., Лукоянова Т. И. О наруше-

нии функции тромбоцитов при диффузном токсическом зобе

и экспериментальном тироксиновом токсикозе // Пробл. эндо-

кринол. 1981. Т. 27. № 1. С. 20–25.

11.Кузник Б. И., Патеюк А. В., Баранчугова Л. М., Русае-

ва Н. С. Влияние эпиталона и кортагена на иммунитет и гемостаз у неонатально гипофизэктомированных цыплят и старых кур // Успехи геронтол. 2008. Т. 21. № 3. С. 372–281.

12.Лилли Р. Патогистологическая техника и практическая гистохимия. М.: Мир, 1969.

13.Патеюк А. В., Кузник Б. И. Влияние цитомединов гипофиза на состояние системы гемостаза у гипофизэктомиро-

болезни сосудов. 2003. № 2. С. 54–55.

14.Патеюк А. В., Кузник Б. И. Влияние цитомединов из передней и задней долей гипофиза на иммунитет и гемостаз

угипофизэктомированных цыплят // Иммунология. 2003. № 4.

С. 213–216.

15.Патеюк А. В., Кузник Б. И., Джулай М. А. Гипофиз, им-

мунитет и гемостаз. Чита: Поиск, 2003.

16.Патеюк А. В., Кузник Б. И., Джулай М. А. Новые дан-

ные о роли гипофиза в регуляции клеточного и гуморального иммунитета // Аллергол. и иммунол. 2003. № 4 (2) С. 199.

17.Патеюк А. В., Баранчугова Л. М., Джулай М. А.,

Кузник Б. И. Влияние пептидов на иммунитет и морфологическую структуру тимуса и бурсы неонатально гипофизэктомированных цыплят // Иммунология. 2006. Т. 27. № 6. С. 337–342.

18.Пирс Э. Гистохимия. М., 1962.

19.Recher S., Raccrt M., Lambert A. Prenatal and adult growth hormone gene expression in rat lymphoid organs // J. Histochem. Cytochem. 2001. Vol. 49. № 3. P. 347–354.

20.Khavinson V. Kh. Peptides and aging // Neuroendocrinol. Lett. 2002. Vol. 23 (Suppl. 3), Special Issue.

Биологический возраст (БВ) большинства ликвидаторов последствий радиационных аварий на ВМФ и ликвидаторов аварии на Чернобыльской АЭС значительно превышает среднепопуляционный стандарт и должный биологический возраст. Показатель БВ может служить характеристикой влияния социально-гигиенических факторов на состояние здоровья ветеранов подразделений особого риска — ликвидаторов последствий радиационных аварий. Установлено, что радиационное воздействие относится к факторам, резко увеличивающим БВ и темп старения ликвидаторов последствий радиационных аварий.

Ключевые слова: биологический возраст, ускоренное старение, социально-гигиенические факторы, функциональные классы биологического возраста, радиационные аварии, медицинские последствия

В настоящее время в военной медицине большое внимание уделяется проблемам определения интегральных показателей здоровья военнослужащих, ненозологической и донозологической диагностики. Одним из критериев уровня здоровья может служить показатель биологического возраста (БВ).

Существует несколько вариантов определения БВ.

БВ — это физиологическое состояние индивида, в отличие от календарного возраста, которому соответствует более или менее широкий диапазон колебаний морфологических и функциональных параметров в данной популяции [5].

БВ — это модельное понятие, определяемое как соответствие индивидуального морфофункционального уровня некоторой среднестатистической норме данной популяции, отражающее неравномерность развития, зрелости и старения различных физиологических систем и темп возрастных изменений адаптационных возможностей организма [2].

Наступающие с возрастом морфофункциональные изменения органов и систем организма, как известно, характеризуются большими индивидуальными различиями. Эти различия в темпе воз-

растных изменений приводят к тому, что индивидуумы равного хронологического (календарного) возраста «старше» или, наоборот, «младше» по отношению друг к другу.

На БВ влияют различные внешние признаки, а также психологические, физиологические и прочие параметры, отражающие состояние здоровья, работоспособность, адаптационные возможности человека. Календарный возраст (КВ) не может служить четким критерием трудоспособности индивидуумов, поэтому для достижения этой цели используют определение БВ [9].

В клиническом аспекте показатель БВ может помочь в объективной оценке эффективности лечебных мер, особенно в клинике внутренних болезней при лечении хронических терапевтических заболеваний в течение нескольких лет, а иногда и всей жизни. Данные о БВ необходимы для правильной и своевременной оценки органов и систем организма, претерпевающего возрастные изменения, а также для рационального построения терапии.

Если показатель БВ отстает от КВ, то данный индивидуум в определенной мере может рассматриваться как потенциальный долгожитель, и, наоборот, опережение БВ по отношению к КВ свидетельствует о преждевременном, ускоренном старении.

Для определения БВ необходимо использовать функциональные показатели органов и систем, отражающие именно возрастные изменения организма, а не вторичные, вызванные разными патологическими процессами [8].

Исследования влияния климатических, демографических, профессиональных факторов, особенностей питания и наследственности на клиникоморфологические показатели организма, а также на БВ человека в мире проводятся в течение последних трех десятилетий [3].

Впроцессе этих исследований установлены факторы, увеличивающие БВ по отношению к КВ: низкий уровень физической активности; ожирение; курение; чрезмерное употребление алкоголя; тесный контакт с производственными токсическими веществами (формальдегидные смолы, полиэфирные и нитроцеллюлозные лаки, органические растворители, древесная пыль); работа в условиях значительных тепловых и физических нагрузок у рабочих горячих цехов; загрязнение воздуха отходами химического производства; низкооплачиваемая работа; малопрестижная профессия; низкий уровень образования; наличие хронических заболеваний, таких как сахарный диабет, гипертоническая болезнь, ишемическая болезнь сердца, язвенная болезнь желудка и двенадцатиперстной кишки и другие.

Всамостоятельную группу вынесены факторы, уменьшающие БВ по отношению к КВ: активные

ипостоянные занятия физкультурой; благоприятная наследственность, дающая больший шанс прожить долгую жизнь лицам, имеющим родителейдолгожителей, в отличие от людей, родители которых умерли в относительно молодом возрасте; употребление небольшого количества алкоголя.

Материалы и методы

Методика определения БВ. При определении БВ более двух десятилетий применяют метод множественной линейной регрессии в отношении параметров разных тестов при обследовании одного и того же человека. Эта математическая конструкция объединяет информацию о состоянии различных физиологических систем в один показатель. В литературе существует немало указаний на пригодность метода для оценки БВ и осуществления с его помощью длительных (лонгитудинальных) и поперечных наблюдений [7].

В настоящем исследовании определение БВ проводили по «амбулаторной» методике, предложенной Институтом геронтологии АМН СССР

(Киев, 1984) [6].

При расчете БВ величины отдельных показателей должны быть выражены в следующих единицах измерения: САД — в мм рт. ст., задержка дыхания на вдохе (ЗДВ) и статическая балансировка на левой ноге (СБЛ) — в с, СОЗ — в условных единицах (число неблагоприятных ответов).

Расчет БВ по «амбулаторному» методу производят по формуле:

БВ=26,985+0,215САД–0,149ЗДВ–

–0,151СБЛ+0,723СОЗ.

Для того, чтобы судить, в какой мере степень старения соответствует КВ обследованного, следует сопоставлять индивидуальную величину БВ с должным биологическим возрастом (ДБВ), который характеризует популяционный стандарт темпа старения.

ДБВ вычисляют по формуле: ДБВ=18,56+0,629КВ.

На основании разницы между определенным БВ и ДБВ (индекс БВ–ДБВ) можно судить, на сколько БВ обследованного больше или меньше среднепопуляционного БВ его сверстников. Если степень постарения обследуемого меньше, чем средняя степень постарения лиц равного с ним КВ, то разница между БВ и ДБВ меньше нуля (БВ–ДБВ<0), если больше, то разница между БВ и ДБВ больше нуля (БВ–ДБВ>0), если они равны, то разница между БВ и ДБВ равна нулю (БВ–ДБВ=0).

Для унификации оценки и интерпретации разницы БВ и ДБВ применена шкала функциональных классов БВ (табл. 1).

Таблица 1

Функциональные классы в зависимости от индекса БВ–ДБВ

Таким образом, к I (наилучшему) классу БВ отнесены обследуемые, темп старения которых в целом значительно отстает от популяционного стандарта. В V (наихудший) класс БВ вошли лица с ускоренным темпом старения, где разница составила 9–15 лет.

При использовании метода множественной линейной регрессии для определения БВ необходимо учитывать математическую особенность этого метода, в силу которой прямое сопоставление вычисленного БВ и действительного КВ не всегда корректно. В том случае, если такое сопоставление проводится, БВ молодых людей оказывается завышенным, а старых — заниженным по отношению к КВ. «Ошибка» такого рода устраняется при сопоставлении индивидуального БВ и ДБВ, характеризующего популяционный стандарт старения.