Molekuljarnaja Biologija Kletki v2
.pdf
331
низкие частоты, а в другом - на высокие. Размеры пучка стереоцилий на любой клетке удивительно точны и воспроизводимы - их можно использовать как надежный признак локализации клетки в определенном месте между двумя концами улитки.
Стереоцилий - это очень крупные специализированные микроворсинки, не имеюшие никакого отношения к настоящим ресничкам (цилиям). Они образуются как выпячивания плазматической мембраны и содержат пучок актиновых филаментов (рис. 11-89). Таким образом, формирование улитки четко демонстрирует способность клеток контролировать число, местоположение и длину актиновых филаментов совершенно определенным образом во всем пространстве ткани.
С помощью сканирующего электронного микроскопа можно увидеть, что у куриного эмбриона рост стереоцилий проходит три раздельные стадии (рис. 11-90). Сначала более или менее одновременно на поверхности каждой волосковой клетки появляются коротенькие стереоцилий. Затем они начинают удлиняться; первыми удлиняются те, которые будут в зрелом пучке самыми длинными, затем – будущие
Рис. 11-89. Сравнение размеров типичной стереоцилий и типичней микроворсинки; структура той и другой поддерживается находящимся внутри пучком актиновых филаментов.
Рис. 11-90. Три стадии роста единичной стереоцилий в улитке уха цыпленка. Все стереоцилий проходят в своем развитии одни и те же три стадии, но время начала и продолжительность роста варьируют как у отдельных стереоцилий одной волосковой клетки, так и от клетки ї клетке. Таким образом создается весьма точная ступенчатая градация длин стереоцилий. Цыплята вылупляются на 21-й день. (Из L.C. Tilney, M. S. Tilney,
Hearing Research 22: 55-77, 1986.)
332
«вторые по росту» и т.д. Начав расти, стереоцилии данного ряда продолжают удлиняться с постоянной малой скоростью (около 0,5 мкм в день), повидимому, за счет присоединения мономеров актина на дистальном конце (плюс-конце, см. разд. 11.2.10) каждого актигнового филамента. Через три-четыре дня такого равномерного роста на поверхности каждой волосковой клетки образуется нечто вроде подстрижен-ного газона из небольших стереоцилии.
В течение следующих шести дней присоединение мономеров актина происходит, видимо, только в основании стереоцилии, так что актине-вые филаменты растут своими «корешками», уходящими в кортекс волосковых клеток. На этой стадии рост, очевидно, происходит на минус-концах актиновых филаментов; значит, при необходимости клетка может использовать и этот необычный способ роста. В это же время стереоцилии в определенных участках улитки утолщаются за счет добавления новых актиновых филаментов к их сердцевинным пучкам.
Наконец, на третьей стадии роста (от 17-го дня эмбрионального развития до вылупления) возобновляется присоединение мономеров актина к плюс-концам филаментов в пучках, и стереоцилии вновь начинают удлиняться. Теперь быстрее растут волосковые клетки в дистальном конце улитки; они перестают расти, когда создается градиент длины стереоцилии, присущий взрослой курице.
Механизм, позволяющий клеткам так точно регулировать сборку актиновых филаментов, не известен. Чем столь жестко определяется первоначальное число стереоцилии на поверхности каждой волосковой клетки? Каким образом клетка контролирует конечную длину каждого пучка актиновых филаментов, обеспечивая при этом строгую градацию длин стереоцилии? Это лишь два из множества интригующих вопросов, которые встают перед исследователями цитоскелета.
Заключение
Актиновые филаменты, микротрубочки, промежуточные филаменты и связанные с ними белки способны к самопроизвольной сборке в сложную сеть белковых нитей, структурирующих цитоплазму. Цитоскелет играет ведущую роль в определении формы и полярности клеток, а также в их подвижности. Когда .животная клетка движется, пучок актиновых филаментов периодически «выталкивает» наружу ламеллоподии и микрошипы на одной из сторон клетки (переднем крае) и растягивает клеточный кортекс, поляризуя клетку, что помогает ей продвигаться вперед. Эта полярность поддерживается с помощью микротрубочек или актиновых филаментов, которые направляют поток материала плазматической мембраны к переднему краю клетки.
Цитоскелет одной клетки может влиять на цитоскелет ее соседей как через межклеточные соединения, так и опосредованно, через внеклеточный матрикс. Таким способом координируются изменения формы клеток в процессе развития тканей и органов.
Литература
Общая
Bershadsky A.D., Vasiliev J.M. Cytoskeleton. New York. Plenum Press, 1988. Lackie J. M. Cell Movement and Cell Behaviour. London, Alien and Unvvin, 1985. Schliwa M. The Cytoskeleton. New York, Springer-Verlag, 1986.
Shcterline P. Mechanisms of Cell Motility. London, Academic Press, 1983.
333
Цитированная
1.Amos L. A. Structure of muscle filaments studied by electron microscopy. Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem., 14, 291-313, 1985. Huxley A. F. Reflections on Muscle. Princeton, NJ, Princeton University Press, 1980.
Squire J. M. Muscle: Design, Diversity and Disease. Menlo Park CA, Benjamin-Cummings, 1986.
2.Cooke R. The mechanism of muscle contraction. CRC Crit. Rev. Biochem., 21, 53-118, 1986.
Huxley H, E. The mechanism of muscular contraction. Science, 164, 1356-1366, 1969.
3. Cohen C., Parry D. A. D. α-Helical coiled coils a widespread motif in proteins. Trends Biochem. Sci., 11, 245-248, 1986.
Davis J. S. Assembly processes in vertebrate skeletal thick filament formation. Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem., 17, 217 239, 1988.
4.Bessman S. P., Carpenter C. L. The creatine-creatine phosphate energy shuttle. Annu. Rev. Biochem., 54, 831-862, 1985.
5.Warrick H.M., Spudich J.A. Myosin structure and function in cell motility. Annu. Rev. Cell Biol., 3, 379-421, 1987.
6.Pollard Т.О., Cooper J.A. Actin and actin-binding proteins. A critical evaluation of mechanisms and functions. Annu. Rev. Biochem., 55, 9871035, 1986.
7.Irring M. Muscle mechanics and probes of the crossbridge cycle. In: Fibrous Protein Structure (J. M. Squire, P. J. Vibert, eds.). San Diego, CA, Academic Press, 1987.
Pollard Т.О. The myosin crossbridge problem. Cell, 48, 909, 910, 1987.
8.Katz B. Nerve, Muscle and Synapse. New York, MaGraw-Hill, 1966. [Имеется перевод: Катц Б. Нерв, мышца и синапс. М.: Мир, 1969]. LaiF.A., Erickson H.P., Rousseau Е., Liu O.-Y., Meissner G. Purification and reconstruction of the calcium release channel from skeletal muscle. Nature, 331, 315-319, 1988.
Saito A., Inui M., Radermacher M., Frank J., Fleischer S. Ultrastructure of the calcium release channel of sarcoplasmatic reticulum. J. Cell Biol., 107, 211 219, 1988.
9.Murray J. M., Weber A. The cooperative action of muscle proteins. Sci. Am., 230(2), 59-71, 1974.
Phillips G. N., Fillers J. P., Cohen C. Tropomyosin crystal structure and muscle regulation. J. Мої. Biol., 192, 111-131, 1986.
Zot A.S., Potter J. D. Structural aspects of troponin-tropomyosin regulation of skeletal muscle contraction. Annu. Rev. Biophys. Chem., 16, 535-559, 1987.
10.Wang K. Sarcomere-associated cytoskeletal lattices in striated muscle. Review and hypothesis. In: Cell and Muscle Motility (J.W. Shay, ed.). Vol. 6, pp. 315-369. New York, Plenum Press, 1985.
11.Fawcett D.W. A Textbook of Histology, llth ed. Philadelphia, Saunders, 1986.
12.Korn E.D., Hammer J.A. Myosins of nonmuscle cells. Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem., 17, 23-45, 1988.
Sellers J. R., Adelstein R. S. Regulation of contractile activity. In: The Enzymes (P. Bover, E.G. Krebs, ed), Vol. 18, pp. 381-418. San Diego, CA, Academic Press, 1987.
13.Citi S., Kendrick-Jones J. Regulation of non-muscle myosin structure and function. Bioessays, 7, 155159, 1987.
14.ByersH.R., Fujiwara K. Stress fibers in cells in situ: immunofluorescence visualization with anti-actin, anti-myosin and anti-alpha-actinin. J. Cell Biol., 93, 804-811, 1982.
Langanger B. et al. The molecular organization of myosin in stress fibers of cultured cells. J. Cell Biol., 102, 200-209, 1986.
Schroeder Т.Е. Actin in dividing cells: contractile ring filaments bind heavy meromyosin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 70, 1688-1692, 1973.
15.Buckingham M.E. Actin and myosin multigene families: their expression during the formation of skeletal muscle. Essays Biochem., 20, 77-109, 1985.
Emerson C. P., Bernstein S. I. Molecular genetics of myosin. Annu. Rev. Biochem., 56, 695-726, 1987.
Otey C.A., Kalnoski M.H., Bulinski J.C. Identification and quantification of actin isoforms in vertebrate cells and tissues. J. Cell. Biochem., 34, 113-124, 1987.
16.Breitbart R.E., Andreadis A., Nadal-Ginard B. Alternative splicing: a ubiquitous mechanism for the generation of multiple protein isoforms from single genes. Annu. Rev. Biochem., 56, 467-495, 1987.
17.Bray D., Heath J., Moss D. The membrane-associated "cortex" of animal cells: its structure and mechanical properties. J. Cell Sci. Suppl. 4, 7188, 1986.
334
Коrn Е. D. Actin polymerization and its regulation by proteins from nonmuscle cells. Physiol. Rev., 62, 672-737, 1982.
Pollard Т.О., Cooper J. A. Actin and actin-binding proteins. A critical evaluation of mechanisms and functions. Annu. Rev. Biochem., 55, 9871035, 1986.
Tilney L. G. Interactions between actin filaments and membranes give spatial organization to cells. In: Modern Cell Biology, Vol. 2. Spatial Organization of Eukaryotic Cells (J. R. Mclntosh, В. Н. Satir esdl.) pp. 163-199. New York: Liss, 1983.
18.Sato M., Schwartz W.H., Pollard Т.О. Dependence of the mechanical properties of actin/alpha-actinin gels on deformation rate. Nature, 325, 828-830, 1987.
Stossel T. P. et el. Non-muscle actin binding proteins. Annu. Rev. Cell Biol., 1, 353-402, 1985.
19.Matsudaira P., Janmev P. Pieces in the actin-severing protein puzzle. Cell, 54, 139-140, 1988.
Yin H. L. Gelsolin: calcium and polyphosphoinositide-regulated actin modulating protein. Bioessays, 7, 176 179, 1987.
20.Korn E. D., Hammer J. A. Myosins of nonmuscle cells. Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem., 17, 23-45, 1988. Warrick H.M., Spudlich J.A. Myosin structure and function in cell motility. Annu. Rev. Cell Biol., 3, 379-421, 1987.
21.Adams R. J., Pollard T.D. Propulsion of organelles isolated from Acanthamoeha along actin filaments by myosin-I. Nature, 322, 754 756, 1986. Sheetz M. P., Spudich J. A. Movement of myosin-coated fluorescent beads on actin cables in vitro. Nature, 303, 31-35, 1983.
22.Bennett V. The membrane skeleton of human erythrocytes and its implications for more complex cells. Annu. Rev. Biochem., 54, 273-304, 1985.
23.Conzelman K.A., Mooseker M.S. The 110-kD protein-calmodulin complex of the intestinal microvillus in an actin-activated MgATPase. J. Cell Biol., 105, 313-324, 1987.
Mooseker M. S. Organization, chemistry, and assembly of the cytoskeletal apparatus of the intestinal brush border. Annu. Rev. Cell. Biol., 1, 209-241, 1985.
24.Burridae K. et al. Focal adhesions: transmembrane junctions between the extracellular matrix and cytoskleton. Annu. Rev. Cell Biol., 4, 487525, 1988.
Horwitz A., Duyaan K., Buck C., Beckerle M.C., Bur ridge К. Interaction of plasma membrane fibronectin receptor with talin-a transmembrane linkage. Nature, 320, 531-533, 1986.
25.Bonder E. M., Fishkind D.J., Mooseker M.S. Direct measurement of critical concentrations and assembly rate constants at the two ends of an actin filament. Cell, 34, 491-501, 1983.
Korn E.D., Carlier M.-F., Pantaloni D. Actin polymerization and ATP hydrolysis. Science, 238, 638-644, 1987.
26.Abercrombie M. The crawling movement of metazoan cells. Proc. R. Soc. Lond. (Biol.), 207, 129-147, 1980.
Small J. V., Rinnerthaler G., Hinssen H. Organization of actin meshworks in cultured cells: the leading edge. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 46, 599-611, 1982.
Wany Y. Exhange of actin subunits at the leading adge of living fibroblasts: possible role of treadmiling. J. Cell Biol., 101, 597 602, 1985.
27.Tilney L. G., Inoue S. Acrosomal reaction of Thyone sperm. II. The kinetics and possible mechanism of acrosomal process elongation. J. Cell Biol., 93, 820-827, 1982.
28.Carson M., Weber A., Zigmond S. H. An actin-nucleating activity in poly-morphonuclear leukocytes is modulated by chcrnotactic peptides, J. Cell Biol., 103, 2707-2714, 1986.
Devreotes P., Zigmond S. Chemotaxis in eukaryotic cells. Annu. Rev. Cell Biol., 4, 649-686, 1988.
Tilney L. G., Bonder E. M., DeRosier D.J. Actin filaments elongate from their membrane-associated ends. J. Cell Biol., 90, 485-494, 1981.
29.Cooper J.A. Effects of cytochalasin and phalloidin on actin. J. Cell Biol., 105, 1473-1478, 1987.
30.Dustin P. Microtubules, 2nd ed., pp. 127-164. New York, Springer-Verlag, 1984.
Gibbons I.R. Cilia and flagella of eukaryotes. J. Cell Biol., 91, 107s-124s, 1981.
Roberts K., Hyams J.S., eds. Microtubules. New York. Academic Press, 1979. Satir P. How cilia move. Sci. Am., 231(4), 44-63, 1974. 31. Amos L. A., Baker T.S. The three dimensional structure of tubulin protofilaments. Nature, 279, 607-612, 1979.
Mandelkow E.-M., Schultheiss R., Rapp R., Muller M., Mandelkow E. On the surface lattice of microtubules: helix starts, protofilament number, seam and handedness. J. Cell Biol., 102, 1067-1073, 1986.
RaffE.C. Genetics of microtubule systems. J. Cell Biol., 99, 1-10, 1984.
335
Sulivan К. F. Structure and utilization of tubulin isotypes. Annu. Rev. Cell Biol., 4, 687-716, 1988.
32.Linck R. W., Amos W. B. Localization of tektin filaments in microtubules of sea urchin sperm flagella by immunoelectron microscopy, J. Cell Biol., 100, 126-135, 1985.
33.Goodenough U. W., Heuser J. E. Substructure of inner dynein arms, radial spokes, and the central pair/projection complex of cilia and flagella. J. Cell Biol., 100, 2008 2018, 1985.
34.Summers K. E., Gibbons 1. R. ATP-induced sliding of tubules in trypsin-treated flagella of sea urchin sperm. Proc. Natl. Acad. Sci. UDA, 68, 3092-3096, 1971. Warner F. D., Satir P. The structural basis of ciliary bend formation. J. Cell Biol., 63, 35-63, 1974.
35.Johnson K. A. Pathway of the microtubule-dynein ATPase and structure of dynein: a comparison with actomyosin. Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem., 14, 161-188, 1985.
36.Brokaw C.J. Future directions for studies of mechanisms for generating flagellar bending waves. J. Cell Sci., Suppl. 4, 103 113, 1986.
Brokaw C. J., Luck D. J. L., Huang B. Analysis of the movement of Chlamydomonas flagella: the function of the radial-spoke system is revealed by comparison of wild-type and mutant flagella. J. Cell Biol., 92, 722-732, 1982.
37. Afzelius B. A. The immotile-cilia syndrome: a microtubule-associated defect. CRC Crit. Rev. Biochem., 19, 63-87, 1985.
Huang B. Chlanydomonas reinhardtii: a model system for genetic analysis of flagellar structure and motility. Int. Rev. Cytol., 99, 181 215, 1986.
Luck D. J. L. Genetic and biochemical dissection of the eucaryotic flagellum. J. Cell Biol., 98, 789 794, 1984.
38.Lefebvre P. A., Rosenbaum J. L . Regulation of the synthesis and assembly of ciliary and flagellar proteins during regeneration. Annu. Rev. Cell Biol., 2, 517-546, 1986.
Wheatley D. N. The Centriole: A Central Enigma of Cell Biology. New York, Elsevier, 1982.
39.Karsenti E., Мого В. Centrosomes and the spatial distribution of microtubules in animal cells. Trends Biochem. Sci., 11, 460-463, 1986. Ramanis Z., Luck D. J. L. Loci affecting flagellar assembly and function map to an unusual linkage group in Chlamydomonas reinhardtii. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 83, 423 436, 1986.
Vorobjev LA., Chentsov Y.S. Centrioles in the cell cycle. 1. Epithelial cells. J. Cell Biol., 93, 938 949, 1982.
40.Dustin P. Microtubules, 2nd ed. Berlin, Springer-Verlag, 1984.
41.De Brabander M. et al. Microtubule dynamics during the cell cycle: the effects of taxol and nocodazole on the microtubule system of Ptk2 cells at different stages of the mitotic cycle. Int. Rev. Cytol., 101, 215-274, 1986.
Inoue S. Cell division and the mitotic spindle. J. Cell Biol., 91, 13Is-147s, 1981.
Salmon E. D., McKeel M., Hays T. Rapid rate of tubulin dissociation from microtubules in the mitotic spindle in vivo measured by blocking polymerization with colchicine. J. Cell Biol., 99, 1066-1075, 1984.
42.Farrell K. W., Jordan M.A., Miller H.P., Wilson L. Phase dynamics at microtubule ends: the coexistence of microtubule length changes and treadmilling. J. Cell Biol., 104, 1035-1046, 1987.
Mclntosh J. R., Euteneuer U. Tubulin hooks as probes for microtubule polarity: an analysis of the method and evaluation of data on microtubule polarity in the mitotic spindle. J. Cell Biol., 98, 525 533, 1984.
43.Carlier M.-F. Role of nucleotide hydrolysis in the polymerization of actin and tubulin. Cell Biophys., 12, 105-117, 1988.
Horio H. Hotani H. Visualization of the dynamic instability of individual microtubules by dark field microscopy. Nature, 321, 605-607, 1986. Mitchison Т., Kirschner M. Dynamic instability of microtubule growth. Nature, 312, 237-342, 1984.
44.Karsenti E., Maro B. Centrosomes and the spatial distribution of microtubules in animal cells. Trends Biochem. Sci., 11, 460-463, 1986. Mitchison Т., Kirschner M. Microtubule assembly nucleated by isolated Centrosomes. Nature, 312, 232-237, 1984.
45.Kirschner M., Mitchison T. Beyond self-assembly: from microtubules to morphogenesis. Cell, 45, 329-342, 1986.
Sammak P. J., Borisy G. G. Direct observation of microtubule dynamics in living cells. Nature, 332, 724-726, 1988.
46.Barra H. S., Arce C. A., Argarana С. Е. Posttranslational tyrosination and detyrosination of tubulin. Molec. Neurobiol., 2, 133-153, 1988. Gundersen G. G., Khawja S., Bulinski J. C. Postpolymerization detyrosination of [α]-tubulin: a mechanism for subcellular differentiation of microtubules. J. Cell Biol., 105, 251-264, 1987.
336
Maruta Н., Greer К., Rosenbaum J. L. The acetylation of a-tubulin and its relationships to the assembly and disassembly of microtubules. J. Cell Biol., 103, 571-579, 1986.
Schulze E., Asai D. J., Bulinski J. C., Kirschner M. Post-translational modification and microtubule stability. J. Cell Biol., 105, 2167-2177, 1987.
47. Olmstcd J. B. Microtubule-associated proteins. Annu. Rev. Cell Biol., 2, 421-457, 1986.
ValleeR.B., Bloom G. S., Theurkauf W. E. Microtutbule-associated proteins: subunits of the cytomatrix. J. Cell Biol., 99, 38s-44s, 1984. 48. Alien R.D. The microtubule as an intracellular engine. Sci. Am., 256(2), 42-49, 1987.
Alien R.D. ct al. Gliding movement of and bidirectional transport along single native microtubules from squid axoplasm: evidence for an active role of microtubules in cytoplasmic transport. J. Cell Biol., 100, 1736 1752, 1985.
49. Vale R. Intracellular transport using microtubule-based motors. Annu. Rev. Cell Biol., 3, 347-378, 1987.
Vale R.D., Reese T.S., SheetzM.P. Identification of a novel force-generating protein, kinesin, involved in microtubule-based motility. Cell, 42, 39 50, 1985.
Vallee R. В., Wall J. S., Paschal B. M., Shpetner H. S. Microtubule-associated protein 1C from brain is a two-headed cytosolic dynein. Nature, 332, 561 563, 1988.
50.Allan V.J., Kreis Т.Е. A microtubule-binding protein associated with membranes of the Golgi apparatus. J. Cell Biol., 103, 2229-2239, 1986. Dabora S. L., Sheet- M. P. The microtubule-dependent formation of a tubulovesicular network with characteristics of the ER from cultured cell extracts. Cell, 54, 27-35, 1988.
Lee C., Chen L. B. Dynamic behavior of endoplasmic reticulum in living cells. Cell, 54, 37-46, 1988.
Lucocq J. M., Warren G. Fragmentation and partitioning of the Golgi apparatus during mitosis in HeLa cells. EMBO J., 6, 3239-3246, 1987.
51.Geiger B. Intermediate filaments: looking for a function. Nature, 329, 392-393, 1987. Steinert P. M., Roop D. R. Molecular and cellular biology of intermediate filaments. Annu. Rev. Biochem., 57, 593-626, 1988.
Traub P. Intermediate Filaments: A Review. New York, Springer-Verlag, 1985. Wang E., Fischman D., Liem B.K.H., Sun T.-T., eds. Intermediate Filaments. Ann. N.Y. Acad. Sci., 455, 1985.
52.Osborn M., Weber K. Tumor diagnosis by intermediate filament typing: a novel tool for surgical pathology. Lab. Invest., 48, 372-394, 1983.
53.Ip W., Hartzer M. K., Pang S. Y.-Y., Robson R. M. Assembly of vimentin in vitro and its implications concerning the structure of intermediate filaments. J. Моl. Biol., 183, 365-375, 1985.
Quintan R. A. ct al. Characterization of dimer subunits of intermediate filament proteins. J. Моl. Biol., 192, 337-349, 1986.
54.Geuens G., De Brabander M., Nuydens R., De Mey J. The interaction between microtubules and intermediate filaments in cultured cells treated with taxol and nocodazole. Cell Biol. Int. Rep., 7, 35-47, 1983.
Goldman R. et al. Intermediate filaments: possible functions as cytoskeletal connecting links between the nucleus and the cell surface. Ann. N. Y. Acad. Sci., 45, 1-17, 1985.
55.Geisler N., Weber K. Phosphorylation of desmin in vitro inhibits formation of intermediate filaments: identification of three kinase A sites in the aminoterminal head domain. EMBO J., 7, 15 20, 1988.
Inagaki M., Nishi Y., Nishizawa K., Matsuyama M., Sato C. Site-specific phosphorylation induces disassembly of vimentin filaments in vitro. Nature, 328, 649 652, 1987.
56.Aebi U., Cohn J., Buhle L., Gerace L. The nuclear lamina is a meshwork of intermediate-type filaments. Nature, 323, 560-564, 1986.
McKeon F.D., Kirschner M. W., Caput D. Homologies in both primary and secondary structure between nuclear envelope and intermediate filament proteins. Nature, 319, 463-468, 1986.
57. Abercrombie M. The crawling movement of metazoan cells. Proc. R. Soc. Lond. (Biol.), 207, 129-147, 1980.
Bridgman P. Structure of cytoplasm as revealed by modern electron microscopy techniques. Trends Neurosci., 10, 321-325, 1987. Singer S. J., Kupfer A. The directed migration of eukaryotic cells. Annu. Rev. Cell Biol., 2, 337-365, 1986.
Trinkaus J. P. Cells into Organs: The Forces that Shape the Embryo. 2nd ed. Englewood Clifis, NJ, Prentice-Hall, 1984.
58.Bridgman P. C., Reese T. S. The structure of cytoplasm in directly frozen cultured cells. 1. Filamentous meshworks and the cytoplasmic ground substance. J. Cell Biol., 99, 1655-1668, 1984.
337
Heuser J., Kirschner M. W. Filament organization revealed in platinum replicas of freeze-dried cytoskeletons. J. Cell Biol., 86, 212-234, 1980. 59. Fulton A.B. How crowded is the cytoplasm? Cell, 30, 345-347, 1982.
Luby-Phelps K., Taylor D. L., Lanni F. Probing the structure of the cytoplasm. J. Cell Biol., 102, 2015-2022, 1986.
60.Kolega J. Effects of mechanical tension on protrusive activity and microfilament and intermediate filament organization in an epidermal epithelium moving in culture. J. Cell Biol., 102, 1400 1411, 1986.
Trinkam J. P. Cells into Organs: The Forces That Shape the Embryo, 2nd ed., pp. 157 244. Englewood Cliffs, NJ. Prentice-Hall, 1984.
61.Bray D., Hollcnbeck P.J. Growth cone motility and guidance. Annu. Rev. Cell Biol., 4, 43-62, 1988.
Euteneuer U., Schliwa M. Persistent, directional motility of cells and cytoplasmic fragments in the absence of microtubules. Nature, 310, 5861, 1984.
Malawista S. E., De Boisfleury Chevance A. The cytokinetoplast: purified, stabile, and functional motile machinery from human blood polymorphonuclear leukocytes. J. Cell Biol., 95, 960-973, 1982.
Marsh L., Letourneau P. C. Growth of neurites without filopodial or lamellipodial activity in the presence of cytochalasin B. J. Cell Biol., 99, 2041-2047, 1084.
Vasiliev J. M. et at. Effect of colcemid on the locomotion of fibroblasts. J. Embryol. Exp. Morphol., 24, 625-640, 1970. 62. Bray D., White J.G. Cortical flow in animal cells. Science, 239, 883-888, 1988.
De Lozannc A., Spudich J.A. Disruption of the Dictyostelium myosin heavy chain gene by homologous recombination. Science, 236, 10861091, 1987.
Knecht D. A., Loomis W. F. Antisense RNA inactivation of myosin heavy chain gene expression in Dictyostelium discoideum. Science, 236, 1081 1086, 1987.
63.Bergmann J.E., Kupfer A., Singer S.J. Membrane insertion at the leading edge of motile fibroblasts. Proc. Natl. Acad. Sci., USA, 80, 13671371, 1983.
Bretscher M.S. How animal cells move. Sci. Am., 257(6), 72 90, 1987.
64.Lackie J.M. Cell Movement and Cell Behaviour, pp. 253-275. London, Alien and Unwin, 1986.
Trinkaus J. P. Cells into Organs: The Forces That Shape the Embryo, 2nd ed., pp. 157 244. Englewood Cliffs, NJ. Prentice-Hall, 1984.
65.Ode/I G. M., Oster G., Alberch P., Burnside B. The mechanical basis of morphogenesis. 1. Epithelial folding and invagination. Dev. Biol., 85, 446-462, 1981.
66.Tilncy L. G., Tilney M. S., Cotanche D. A. Aclin filaments, stereocilia, and hair cells of the cochlea. V. How the staircase pattern of stereociliary lengths in generated. J. Cell Biol., 106, 355-365, 1988.
Tilney L. G., De Rosier D. J. Actin filaments, stereocilia, and hair cells of the bird cochlea. IV. How the actin filaments become organized in developing stereocilia and in the cuticular plate. Dev. Biol., 116, 119-129, 1986.
338
12 Межклеточная сигнализация
Клетки многоклеточного организма нуждаются в обмене информацией друг с другом - для регуляции своего развития и организации в ткани, для контроля процессов роста и деления и для координации функций. Взаимодействие животных клеток осуществляется тремя способами: 1) клетки выделяют химические вещества, служащие сигналами для других клеток, расположенных на некотором расстоянии; 2) они несут на своей поверхности связанные с плазматической мембраной сигнальные молекулы, оказывающие влияние на другие клетки при непосредственном физическом контакте; 3) образуют щелевые контакты, прямо соединяющие цитоплазму двух взаимодействующих клеток, что делает возможным обмен малыми молекулами (рис. 12-1).
Взаимодействие клеток через щелевой контакт будет рассматриваться в гл. 14, а сейчас речь пойдет в основном о коммуникации на расстоянии, которая осуществляется с помощью секретируемых химических сигналов. Такой план изложения отражает современное состояние наших знаний в этой области. Секретируемые молекулы изучать несравненно легче, чем связанные с мембраной, и о механизмах их действия известно уже многое. Контактную же сигнализацию с помощью молекул
Рис. 12-1. Три различных способа межклеточной химической сигнализации.
339
наружной клеточной поверхности выявлять значительно труднее, и поэтому она изучена гораздо хуже; она, однако, тоже важна, особенно в процессах индивидуального развития и в иммунном ответе (разд. 18.6.1), а ее молекулярные основы, по-видимому, весьма сходны с таковыми дальней сигнализации. Особенности химической передачи сигналов в нервной системе и уникальные принципы, используемые в сигнализации у растений, будут рассмотрены отдельно в гл. 19 и 20 соответственно.
12.1. Три стратегии химической сигнализации: использование гормонов, локальных химических медиаторов и нейромедиаторов
Химические сигнальные механизмы различаются по расстояниям, на которых они действуют: 1) в случае эндокринной сигнализации специализированные эндокринные клетки выделяют гормоны, которые разносятся кровью и воздействуют на клетки-мишени, находящиеся иногда в самых разных частях организма; 2) в случае паракринной сигнализации клетки выделяют локальные химические медиаторы, которые поглощаются, разрушаются или иммобилизуются так быстро, что успевают подействовать только на клетки ближайшего окружения, быть может, в радиусе около миллиметра; 3) при синаптической передаче, используемой только в нервной системе, клетки секретируют нейромедиаторы в специализированных межклеточных контактах, называемых химическими синапсами, Нейромедиаторы диффундируют через синаптическую щель, обычно на расстояние около 50 нм, и воздействуют только на одну постсинаптическую клетку-мишень (рис. 12-2). В каждом случае мишень реагирует на определенный внеклеточный сигнал с помощью специальных белков, называемых рецепторами, которые связывают сигнальную молекулу и инициируют ответ. Многие сигнальные молекулы и рецепторы используются в передаче сигнала и по эндокринному, и по паракринному, и по синаптическому типу. Главные различия касаются быстроты и избирательности воздействия сигнала на определенные мишени.
12-3
12-4
12.1.1. Эндокринные клетки и нервные клетки специализированы для разных типов химической сигнализации [1]
Эндокринные и нервные клетки совместно координируют разнообразные функции миллиардов клеток, из которых состоит тело у высших животных. Эндокринные клетки обычно собраны в специальные железы
Рис. 12-2. Три формы сигнализации с помощью секретируемых молекул. Не все нейромедиаторы действуют в синапсах, как показано на рисунке; некоторые из них работают как локальные химические медиаторы (по паракринному типу), влияя сразу на целую группу соседних клеток-
мишеней.
340
и выделяют свои гормоны во внеклеточную (интерстициальную) жидкость, окружающую все клетки в тканях. Отсюда молекулы диффундируют в капилляры и разносятся с кровью по всему телу. В каждой ткани они проникают из капилляров в интерстициальную жидкость и могут связываться клетками-мишенями. Поскольку распространение эндокринного сигнала определяется диффузией и кровотоком, оно происходит сравнительно медленно: обычно требуются минуты, чтобы гормон достиг своей мишени. Кроме того, специфичность сигналов в эндокринной системе всецело зависит от химической природы сигнального вещества и рецепторов на поверхности клетки-мишени: каждый тип эндокринной клетки секретирует в кровь свой гормон, и любая клетка, имеющая комплементарный рецептор для этого гормона, ответит реакцией, характерной для данной клетки
(рис. 12-3, А).
Работа нервных клеток отличается гораздо большей быстротой и точностью. Они могут передавать информацию на большие расстояния по нервному волокну с помощью электрических импульсов со скоростью более 100 м/с. Только в нервных окончаниях, где высвобождается нейромедиатор, эти импульсы преобразуются в химические сигналы. Химический сигнал нервной клетки может действовать как паракринный или как синаптический. В первом случае нейромедиатор, подобно локальному химическому медиатору, диффундирует наружу и влияет на все соседние клетки-мишени, у которых имеется надлежащий рецептор. При синаптической передаче сигнал гораздо более точен и действие нейромедиатора ограничено единственной клеткой-мишенью, даже если соседние клетки имеют рецепторы для того же нейромедиатора (рис. 12-3, Б). Поскольку расстояние, на которое нейромедиатор должен в таких случаях диффундировать, меньше 100 нм, процесс длится менее миллисекунды (рис. 12-2).
Гормоны в крови и интерстициальной жидкости очень сильно разбавляются, и поэтому они должны быть способны действовать в чрезвычайно низких концентрациях (обычно менее 10-8 М); разбавление же нейромедиаторов на их коротком пути незначительно, и их концентрация около мембраны постсинаптической клетки может быть сравнительно высокой. Например, концентрация ацетилхолина в синаптической щели нервно-мышечного соединения составляет около 5-10-4 М. В соответствии с этим рецепторы нейромедиатора в синапсе обладают относительно низким сродством к своему лиганду и не могут заметным образом реагировать на низкие концентрации нейромедиатора, приходящего путем диффузии от соседних синапсов. Нейромедиатор быстро удаляется из синаптической щели специальными гидролитическими ферментами или мембранными транспортными белками, которые перекачивают его обратно в нервное окончание. Этим достигается точность воздействия сигнала не только в пространстве, но и во времени: короткое, «импульсное» освобождение нейромедиатора вызывает быстрый и краткий ответ, что позволяет сохранять временные характеристики сигнала при передаче его от клетки к клетке.
12.1.2. Главным регулятором эндокринной системы служит гипоталамус [1, 2]
В определенном участке мозга-гипоталамусе-эндокринная и нервная системы физически и функционально связаны друг с другом. Гипоталамус расположен непосредственно над гипофизом, с которым соединен ножкой гипофиза. Гипоталамус выполняет свою связующую роль с помощью клеток, сочетающих особенности нейрона и эндокринной клетки; соответственно их называют нейроэндокринными (нейросекреторными) клетками. Большая часть таких клеток гипоталамуса отвечает на