3 курс / Фармакология / Миронов_А_Н_,_Бунатян_Н_Д_и_др_Руководство_по_проведению_доклинических

Таблица 2 Местноанестезирующая активность тримекаина, бупивакаина и прокаина

при инфильтрационной анестезии брюшной стенки у кроликов

Примечание. Представлены средние данные из 5 исследований со стандартной ошибкой средней.

5.3.Модели проводниковой анестезии

5.3.1.Изучение местноанестезирующей активности

при проводниковой анестезии седалищного нерва лягушки по методу Тюрка

Висследование берут лягушек Rana temporaria. Лягушку декапитируют, сохраняя нижнюю челюсть, и разрушают спинной мозг до уровня II–III грудного позвонка. Отпрепаровывают седалищные нервы обеих задних лап и изолируют их от окружающих тканей с помощью тонких прокладок из индифферентного материала (целлулоида, тефлона). Обнаженные участки нервов покрывают ватными тампонами, смоченными изотоническим раствором натрия хлорида в объеме 0,1 мл. Лягушку подвешивают за нижнюю челюсть на штативе. Определяют время сгибательного рефлекса каждой лапки в ответ на погружение ее в 0,2 Н раствор соляной кислоты на глубину 1 см. С одного нерва снимают тампон с изотоническим раствором и заменяют его на тампон с раствором изучаемого вещества. Растворы изучаемого вещества используют в объеме 0,1 мл. Другая лапка остается контрольной — с изотоническим раствором натрия хлорида на нерве.

Вэксперименте используют молярные концентрации изучаемых веществ при строго определенном рН раствора (7,35). Определяют действие вещества через 2, 5, 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40, 45, 50, 60 мин после подведения его к нерву. После каждого погружения лапки в кислоту ее отмывают изотоническим раствором. За минимальную эффективную концентрацию принимают наименьшую концентрацию вещества, которая вызывает полный блок проведения импульсов по нерву в отсутствие сгибательного рефлекса при соприкосновении лапы с кислотой в течение 1 мин. Определяют время наступления полного блока и длительность анестезии. Для исследования каждой концентрации используют не менее 5 лягушек. Результаты исследования сводят в таблицу. В качестве примера см. табл. 3.

Таблица 3 Местноанестезирующая активность прокаина (новокаина) и тримекаина

при проводниковой анестезии седалищного нерва лягушек

Примечание. Представлены средние данные из 5 исследований со стандартной ошибкой средней.

341

5.3.2. Изучение местноанестезирующей активности при проводниковой анестезии поясничного сплетения у лягушек

по методу Bulbring и Wajda

Исследования проводят на лягушках Rana temporaria. Лягушку декапитируют, сохраняя нижнюю челюсть, и разрушают спинной мозг до уровня III грудного позвонка. Брюшную полость вскрывают поперечным разрезом под грудиной и удаляют внутренние органы так, чтобы было обнажено поясничное сплетение. Лягушку подвешивают на штативе за нижнюю челюсть. Определяют исходное время сгибательного рефлекса лапок (не более 3 с) после погружения в 0,2 Н раствор соляной кислоты на глубину 1 см. Исследуемое вещество инстиллируют в свободное пространство нижней части брюшной полости. Анестезирующий эффект определяют по времени исчезновения рефлекторной реакции при погружении задних конечностей в раствор соляной кислоты. Действие веществ в возрастающих концентрациях определяют через короткие интервалы времени (5 мин). Лапку после каждого погружения в раствор соляной кислоты отмывают изотоническим раствором натрия хлорида. Определяют время наступления и продолжительность действия при проведении анестезии растворами изучаемых соединений в разных концентрациях и минимальную эффективную концентрацию, оказывающую местноанестезирующий эффект. Результаты исследований заносят в таблицу. В качестве примера см. табл. 4.

Таблица 4

Местноанестезирующая активность тримекаина при проводниковой анестезии поясничного сплетения у лягушек

5.3.3. Изучение местноанестезирующей активности

при проводниковой анестезии хвоста у мышей по методу Bianch

Исследования выполняют на беспородных белых мышах-самцах массой 18–22 г. Для эксперимента отбирают животных, отвечающих на механическое сдавление хвоста небольшой артериальной клипсой в течение 30 с. Наложение клипсы, бранши которой обтянуты тонкой резиновой трубочкой, производят дистальнее места последующей инъекции под кожу хвоста 0,1 мл изотонического раствора натрия хлорида (для контрольной группы) или раствора изучаемого вещества (для получающей ЛС группы), которые вводят на расстоянии 1 см от корня хвоста. Повторное тестирование осуществляют через 15 мин после введения раствора. Поскольку реакция животных в ответ на механическое сдавление хвоста регистрируется в альтернативной форме, по результатам исследования можно говорить только о 100% глубине эффекта изучаемого вещества. Заключение о характере МА вещества можно сделать на основании вычисляемой ЭД50 (мг/мл) изучаемого раствора. Для определения начала и длительности местноанестезирующего эффекта вещества можно тестировать животных многократно с 15–30-минутными интервалами. При этом обязательным является сопоставление результатов, полученных в получающей ЛС группе животных с результатами контрольной группы.

В табл. 5 в качестве примера представлены ЭД50 прокаина (новокаина) и кокаина при тестировании ответной «болевой реакции» через 15 мин после введения вещества.

342

Таблица 5 Местноанестезирующая активность прокаина (новокаина) и кокаина

при проводниковой анестезии хвоста у мышей

Примечание. Представлены средние данные из 5 исследований.

5.3.4. Изучение местноанестезирующей активности при проводниковой анестезии седалищного нерва у крыс по методу Camougic и Takman

Исследования проводят на беспородных крысах-самцах массой 180–220 г. У животных предварительно тестируют двигательную реакцию в ответ на болевое механическое сдавление стопы. Регистрацию реакции осуществляют на аналгезиметре, представляющим из себя рычаг с автоматически перемещающимся по его градуированному плечу грузом массой 350 г. Нижнюю конечность животного удерживают между неподвижной площадкой и рычагом аналгезиметра. Учитывают значение шкалы прибора (в условных единицах), при котором крыса совершает попытку высвободить конечность из-под рычага.

Изучаемое вещество вводят в область седалищного нерва в объеме 0,2 мл в условиях пронации нижней конечности с ее внутренней стороны. Вкол иглы производят с дистальной стороны по ходу нерва между четырехглавой мышцей бедра и большой ягодичной мышцей. Точность подведения вещества к нерву требует хорошего навыка. Другую заднюю конечность используют в качестве контроля, подводя к седалищному нерву в том же объеме эталонное вещество.

Повторное тестирование реакции животного в ответ на болевое механическое сдавление осуществляют сразу, через 3, 5, 15, 30, 45, 60, 75 мин и т.д. после введения вещества. Определяют время наступления, глубину и продолжительность анестезии, вызываемой изучаемыми веществами. При проведении исследований новых соединений в различных концентрациях может быть определена ЭК50. Результаты исследований сводят в таблицу. В качестве примера см. табл. 6.

Примечание. Представлены средние данные из 5 исследований со стандартной ошибкой средней.

5.3.5. Изучение местноанестезирующей активности при проводниковой анестезии седалищного нерва

у кроликов методом определения порога ноцицепции при электростимуляции

Исследования выполняют на кроликах-самцах массой 2,0–2,5 кг. Кролика фиксируют в положении на животе за лапы на станке. Область бедра освобождают от шерсти. Под легким ингаляционным эфирным наркозом обнажают седалищный нерв.

343

Под очищенный от соединительной ткани и жировой клетчатки нерв подводят полиэтиленовую ванночку (размерами 1×1 см с прорезями, соответствующими диаметру седалищного нерва) и на 1 см дистальнее — подключенные к электростимулятору платиновые электроды с межэлектродным расстоянием 2–3 мм. Участок нерва над ванночкой покрывают ваткой, смоченной изотоническим раствором натрия хлорида. После выхода кролика из наркоза наносят электрическое раздражение на нерв прямоугольными импульсами тока длительностью 0,3 см с частотой 50 Гц, амплитудой от 0,5 В и выше, до появления ответной реакции кролика, сопровождающейся изменением ритма и амплитуды дыхания. Интервал между подачей стимулов равен 1 мин. Длительность каждого стимула — 2 с. Регистрацию дыхания осуществляют на самописце с помощью механодатчика любой конструкции, связанного с капсулой Марея, в которую поступает воздух через резиновую трубку, помещенную в один из носовых ходов кролика или с помощью термодатчика, укрепленного у ноздри на пути выдыхаемого воздуха.

За пороговое раздражение принимают минимальную величину напряжения электрического тока, при которой наступает заметная болевая реакция кролика, сопровождаемая изменением ритма и амплитуды дыхания. Обычно эта величина составляет 0,5–1,5 В — фоновое значение. После определения порога болевой чувствительности (попрога ноцицепции) участок нерва над ванночкой покрывают небольшим ватным тампоном и смачивают его 1 мл 1% раствора исследуемого вещества. Тестирование реакции в ответ на стимуляцию осуществляют через 3, 5, 10, 15, 20, 30, 60, 90, 120 мин и т.д. после подведения изучаемого вещества к нерву. Через 30 мин после начала исследования вещество удаляют из ванночки вместе с тампоном и заменяют его изотоническим раствором натрия хлорида на тампоне. О времени наступления анестезии, ее глубине и длительности судят по изменению порога электрического раздражения нерва кролика после воздействия на него раствора испытуемого вещества. Глубину анестезии выражают в процентах. За 20% анестезию принимают действие вещества, устраняющее реакцию на пороговое раздражение. Повышение величины порогового раздражения на 1 В принимают за 40% анестезию; на 2 В — за 60% анестезию и т.д. Повышение порога на 4 В принимают за полную (100%) анестезию. С каждой концентрацией изучаемого вещества ставят 5 исследований.

5.3.6. Изучение местноанестезирующей активности при проводниковой анестезии седалищного нерва у кроликов

с помощью «бескровного» метода

Исследования выполняют на кроликах-самцах массой 2,0–2,5 кг. Проводниковую анестезию у животных проводят, используя инъекционный способ подведения изучаемого вещества к нервному волокну.

Инъекционную иглу, служащую одновременно электродом, на всем протяжении, за исключением острия, изолируют тонкой полиэтиленовой трубкой и подводят к седалищному нерву кролика в области верхней трети бедра (на 1 см ниже от середины линии, проведенной от седалищного бугра до вертела бедренной кости; точность подведения вещества к нерву требует хорошего навыка).

Для уточнения правильности подведения иглы через нее проводят электростимуляцию нерва. Подведение иглы считается точным, если имеется реакция нерва на раздражение его прямоугольными импульсами тока длительностью 0,3 с, частотой 50 Гц и амплитудой 0,36 В.

Далее через эту иглу вводят изучаемое вещество и иглу удаляют.

По изменению порога болевой чувствительности кролика в ответ на стимуляцию лапы, осуществленную при помощи подкожных электродов, судят о начале, глубине и длительности анестезии.

344

Оценку МА изучаемого вещества осуществляют в соответствии с критериями, описанными для метода определения порога ноцицепции (3.5.)

Результаты исследования заносят в таблицу. В качестве примера см. табл. 7.

Таблица 7 Местноанестезирующая активность тримекаина, бупивакаина (маркаина)

и прокаина (новокаина) при проводниковой анестезии у кроликов

Примечание. Представлены средние данные из 5 исследований со стандартной ошибкой средней.

5.3.7. Изучение местноанестезирующей активности при анестезии нижнего дентального нерва у кроликов

Исследования проводят на кроликах-самцах массой 2–2,5 кг. Вживление электродов в пульпу резца производят под нембуталовым наркозом. В верхнем резце животного на расстоянии 1,5–2 мм друг от друга высверливают два отверстия диаметром 1 мм и глубиной до уровня предентина. Пульпарный канал не вскрывают, что предотвращает нарушение жизнедеятельности пульпы в течение продолжительного времени. Для улучшения контакта электродов с твердыми тканями зуба дно препарированной полости заполняют серебряной амальгамой. В качестве электродов используют многожильные провода диаметром не более 1 мм в тефлоновой оболочке. Стимулирующие концы электродов зачищают и вставляют в подготовленные лунки, где фиксируют с помощью самотвердеющей пломбировочной пластмассы, которая обеспечивает надежную фиксацию и изоляцию кончиков электродов от окружающих тканей. Свободные концы электродов проводят под кожей лицевой поверхности черепа с помощью направляющей иглы и выводят на теменную область, где фиксируют к коже кисетным швом. Защищенные концы соединяют с коммутационными проводами от выходных клемм электростимулятора. Используют любой тип стимулятора с выходом по току, генерирующего импульсы прямоугольной формы. Параметры раздражения: частота 100 имп/с, длительность 0,5 мс, сила тока градуально возрастает в интервале 0,1–10 мА, продолжительность стимуляции 1 с. Исследование начинают через 3–4 дня после операции.

Во время исследований кролик находится в специальном ящике с отверстием для фиксации головы. Определяют исходные значения порогов рефлекса открывания пасти и жевательных движений и вокализации. Раствор анестетика в объеме 1 мл в исследуемом диапазоне концентраций инъецируют под угол нижней челюсти, при этом иглу вводят на глубину 0,5 см, направляя вдоль внутренней поверхности кости. Повышение порогов рефлекса открывания пасти и вокализации после введения местного анестетика выражают в процентах по отношению к их исходному уровню и результаты заносят в таблицу. За полную анестезию принимают сдвиг порогов на 100%. На одном животном можно проводить исследование одновременно двух различных веществ или одного вещества в разных концентрациях. В этом случае препарируют оба резца, и ис-

345

следуемое вещество вводят с двух сторон. Через 15–30-минутные интервалы проводят повторные раздражения пульпы до полного восстановления порогов рефлекса открывания пасти и вокализации. Результаты исследований сводят в таблицу. В качестве примера см. табл. 8.

5.3.8. Изучение местноанестезирующей активности при проводниковой анестезии большеберцового нерва у кроликов

Исследования выполняют на кроликах-самцах массой 2–2,5 кг. Под глубоким нембуталовым наркозом осуществляют хроническую имплантацию электродов на большеберцовый нерв. С этой целью нижнюю треть наружной поверхности голени тщательно освобождают от шерсти. В стерильных условиях проводят разрез кожи и подкожной клетчатки параллельно ахилловому сухожилию в области проекции нерва. Нерв выделяют из окружающих тканей с помощью стеклянных палочек на протяжении 1 см. На обнаженный нерв накладывают электрод специальной конструкции и фиксируют с помощью шелковых лигатур. Электрод представляет собой полиэтиленовую трубку диаметром 0,2–0,3 мм и длиной не более 0,5 мм. По внутренней поверхности трубки в поперечном направлении проходят два серебряных провода диаметром 0,1–0,2 мм. С наружной стороны трубки серебряные электроды спаивают с многожильными проводами в тефлоновой оболочке и тщательно изолируют. Свободные концы тефлоновых проводов проводят под кожей спины с помощью направляющей иглы, выводят на теменную часть черепа и фиксируют там с помощью кисетного шва. Операционную рану послойно зашивают. Исследования начинают после полного заживления операционной раны — через 4–5 дней после операции. Во время исследования животных помещают в специальную камеру с прозрачной стенкой, позволяющей наблюдать за их поведением. Свободные концы электрода соединяют с проводами от выходных клемм стимулятора. Раздражение кожного нерва осуществляют пачками прямоугольных импульсов с параметрами 100 имп/с, 0,5 мс, 1 с, 5–30 В. Сначала определяют пороговую интенсивность стимуляции, вызывающую флексорный рефлекс и вокализацию, затем через 15, 30 и т.д. мин после введения препарата проводят повторные тестирования. Раствор местного анестетика вводят в объеме 1 мл в область проекции нерва выше расположения электрода. Оценку МА изучаемых веществ осуществляют по изменению интенсивности стимуляции, необходимой для возникновения флексорного рефлекса и вокализации, выраженных в процентах по отношению к их исходному значению. За полную анестезию принимают сдвиг порогов на 100%. Результаты исследований заносят в таблицу. В качестве примера см. табл. 9.

346

5.3.9. Изучение местноанестезирующей активности при инфильтрационной, проводниковой и терминальной анестезии

у крыс методом лучевой анальгиземетрии

Исследования проводят на беспородных белых крысах-самцах массой 200–250 г. Принцип метода заключается в регистрации латентного периода отведения хвоста (tailflick) при термическом воздействии в области проксимальной трети хвоста. Термическое воздействие осуществляют с помощью установки любой конструкции, позволяющей получить сфокусированный луч света от лампы накаливания и зафиксировать время от включения света до момента отведения хвоста. Интенсивность термического ноцицептивного воздействия должна быть отрегулирована таким образом, чтобы исходные реакции отведения хвоста возникли с латентным периодом в интервале 3–6 с.

При инфильтрационной анестезии раствор препарата в различных концентрациях вводят под кожу хвоста в области нанесения термического воздействия в объеме 0,5 мл. При проводниковой анестезии равномерно с 4-х сторон обкалывают корень хвоста раствором препарата в объеме 1 мл. Для оценки МА изучаемых веществ при терминальной анестезии предварительно тщательно выбривают поверхность хвоста в области нанесения термического воздействия или скарифицируют эпидермис (моделирование раневой поверхности) на площади 0,5×0,5 см. Фильтровальную бумагу, соответствующую по размеру площади подготовленного участка хвоста, смачивают 0,5 мл раствора препарата в различных концентрациях и фиксируют на хвосте с помощью лейкопластыря. При исследовании местноанестезирующих свойств материалов (полимерные пленки, тампоны, перевязочные материалы, содержащие местноанестезирующее средство) их накладывают на подготовленную поверхность хвоста и фиксируют. Животным контрольной группы вводят тем же способом и в том же объеме изотонический раствор натрия хлорида. После введения изучаемого вещества повторное тестирование проводят с интервалом времени в 15, 30 или 60 мин.

Максимальное время однократного термического воздействия на фоне действия МС не должно превышать 20 с, что соответствует увеличению латентного периода рефлекса отведения хвоста не менее чем в 2 раза (на 100%) и расценивается как полная анестезия. Указанные значения латентных периодов (максимальные исходные и предельно допустимые) зависят от технических особенностей устройства, используемого для термического ноцицептивного воздействия, и должны специально определяться для каждого конкретного прибора.

Полученные данные обрабатывают статистически и сопоставляют со значениями латентных периодов в контрольной группе животных, используя критерий Стьюдента. Результаты исследований сводят в таблицу, рассчитывают коэффициент (К), представляющий собой отношение среднего значения латентных периодов отведения хвоста че-

347

рез определенное время после введения изучаемого вещества, к среднему значению исходных латентных периодов в контроле. В качестве примера см. табл. 10.

Таблица 10 Местноанестезирующая активность тримекаина и бупивакаина (маркаина)

при инфильтрационной, проводниковой и терминальной анестезии хвоста у крыс

* Примечание. ЛП — латентный период отведения хвоста.

5.3.10. Изучение местноанестезирующей активности при проводниковой анестезии блуждающего нерва у кошки

Исследование проводится на кошке, находящейся под хлоралозо-нембуталовым наркозом (75+15 мг/кг внутрибрюшинно) при автоматическом поддержании температуры тела на уровне 37±0,05 °C (с помощью аквариумного рефлектора мощностью 100–150 Вт, управляемого через ректально вводимый контактный термометр). Для исключения гипоксии, сильно влияющей на деятельность организма, животное переводится на искусственную вентиляцию легких, для чего желательно использовать клапанное устройство Ю.Р. Шейх-заде, не обладающее мертво-пространственным эффектом (Физиологический журнал СССР, 1987, т. 73, № 4, с. 550). После этого выделяют, лигируют и перерезают на уровне щитовидного хряща правый блуждающий нерв.

348

Периферический конец нерва накалывают на биполярные игольчатые электроды (изготавливаемые из инсулиновых инъекционных игл) с межполюсным расстоянием 2–3 мм и заливают расплавленной смесью медицинского воска и вазелинового масла, быстро отвердевающей при температуре тела. На расстоянии 1,0–1,5 см от электродов нерв помещают в цилиндрическую ванночку (диаметр и глубина 1 см) с двумя прорезями для прохождения через них блуждающего нерва. Участок нерва между электродами и ванночкой, а также наружная сторона последней в области прорезей тоже заливаются смесью воска и вазелинового масла.

После подготовки ванночки к работе ее заполняют физиологическим раствором Рингера или Кравкова (NaCl — 0,9 г, KCl — 0,02 г, CaCl2 — 0,02 г, NaHCO3 — 0,015 г, H2O — до 100 г) без глюкозы и накрывают кусочком полиэтиленовой пленки, смоченной в физиологическом растворе для лучшего прилегания ее к ванночке и предотвращения таким образом высыхания раствора.

После этого вкалывают под кожу животного 2 активных ЭКГ-электрода (один в области сердца, второй — на одной из задних конечностей) и один заземляющий электрод (на другой задней конечности). Выходной сигнал электрокардиографа подают на устройство, выделяющее зубец R на ЭКГ и запускающее от него электростимулятор, способный работать в периодическом и залповом режиме генерации импульсов.

Раздражая нерв электрическими импульсами в периодическом режиме (2 мс, 40 Гц, 5 с), определяют пороговую силу хронотропного эффекта (обычно 0,3–0,4 В), вызывающую удлинение интервала RR ЭКГ на 10%. После этого переходят на залповый режим раздражения, подавая на нерв одиночные серии из трех супрамаксимальных импульсов (2 мс, 40 Гц, 6 порогов, интервал между зубцом R и серией импульсов — 0 с, интервал между сериями импульсов — не менее 2-х мин). Наступающий при этом хронотропный эффект (ХЭ,%) оценивают по формуле: ХЭ=100(Тс–Тп)/Тп, где Тп — длительность последнего интервала RR перед раздражением нерва, а Тс — длительность следующего интервала RR, совпадающего с раздражением нерва серией импульсов.

Затем удаляют из ванночки физиологический раствор и заполняют ее раствором изучаемого анестетика. Вслед за этим через каждые 2 мин наносят на нерв одиночные серии импульсов с определением в каждом случае текущего хронотропного эффекта. После достижения плато эффекта тщательно промывают ванночку и снова заполняют ее физиологическим раствором.

После указанной процедуры на 2, 4, 8, 16, 32, 64, 128-й и 256-й мин опять раздражают нерв одиночными сериями импульсов, определяя динамику убывания местноанестезирующей активности. В заключение определяют глубину местной анестезии (ГМА,%) при всех пробах по формуле: ГМА=100(ИХЭ-ТХЭ)/ИХЭ, где ИХЭ — исходный, а ТХЭ — текущий хронотропный эффект блуждающего нерва.

Для каждой концентрации изучаемого вещества выполняют 5–7 экспериментов с обобщением результатов в виде таблицы. В качестве примера см. таблицу.

Таблица 11 Сравнительная оценка (M±m) местноанестезирующей активности

новокаина (n=8), маркаина (n=6) и рихлокаина (n=7)

* Примечание. Достоверность отличий от действия новокаина менее 0,05.

349

5.3.11. Изучение тонического и стимул-зависимого блокирования проводимости А-волокон седалищного нерва лягушки местноанестезирующими веществами

Первые масштабные электрофизиологические исследования по изучению проводимости нервных волокон целого нерва были выполнены Ерлангером и Гассером [29] и Лоренто де Но [35]. Эти методы были применены для изучения феноменологии проводниковой анестезии нерва, как метода региональной анестезии, предусматривающей подведение раствора местного анестетика непосредственно к нервному стволу. Существует два основных типа блокирования нерва местными анестетиками: стойкое тоническое блокирование — снижение амплитуды потенциала действия нервного волокна в ответ на одиночный стимул и стимул-зависимое блокирование — последовательное снижение амплитуды потенциалов в процессе ритмического раздражения нерва. К настоящему времени достигнут значительный прогресс в раскрытии механизмов блокирования проводимости нервных волокон местными анестетиками, который состоит в подавлении проводимости натриевых каналов возбудимых мембран [21, 24, 26, 31].

Исследования по изучению тонического и стимул-зависимого блокирования проводимости нерва местными анестетиками можно провести на изолированном седалищном нерве озерной лягушки Rana ridibunda Pallas при комнатной температуре 18–22 °C. После выделения нерва из организма животного для стабилизации его функционального состояния необходимо на 40–60 мин поместить в физиологический раствор Рингера следующего состава (мМ на 1 л): NаСl — 114; КСl — 2,5; СаСl2 — 2,0; НЕРЕS — 10. Кроме НЕРЕS можно использовать и другие буферы, в том числе и карбонатный. В последнем случае в качестве буфера в физиологический раствор вместо НЕРЕS добавляется 1,81 мМ NaHCO3. Поскольку активность большинства анестетиков в значительной степени зависит от рН, активную реакцию раствора Рингера необходимо поддерживать на строго постоянном уровне — 7,3. При отклонении рН раствора Рингера с анестетиком от величины 7,3 нужно произвести ее коррекцию добавлением в раствор нескольких капель 0,1Н НСl или 0,1Н NaOH, соответственно. Эта коррекция рН должна проводиться под контролем рН-метра при непременном помешивании тестируемого раствора.

Рис. 1. Схема экспериментальной камеры для регистрации электрической активности седалищного нерва лягушки:

1 — седалищный нерв, 2 — стимулирующая цепь, 3 — регистрирующая цепь, 4 — стеклянные трубочки, заполненные агар-агаром, приготовленном на растворе Рингера, 5 — кюветки с раствором Рингера, 6 — неполяризующиеся каломельные электроды

350