4 курс / Общая токсикология (доп.) / Obschaya_ikhtiotoxikologia_Lukyanenko

адаптацию рыб к аквариальным условиям или неблагоприятные условия содержания карпов в аквариумах. Количество гликогена в печени отравленных фтором карпов во всех трех сериях опытов снижалось, но

выраженность этих изменений широко варьировала от опыта к опыту. У подопытных карпов первой группы (5 особей) среднее содержание гликогена в печени (2121±588 мг%) оказалось почти в два раза ниже, чем у 5 контрольных рыб (4109,8±371 мг%). У подопытных карпов второй группы (10 особей) количество гликогена в печени (1921 мг%) также значительно ниже, чем у контрольных рыб (5 особей) — 3332 мг%. А у карпов самой многочисленной третьей подопытной группы (20 особей) среднее содержание гликогена в печени (1653 мг%) практически такое же, как у 5 контрольных особей— 1701 мг%. И здесь вновь привлекает внимание весьма широкая изменчивость среднего уровня гликогена в печени у контрольных рыб: от 4109 до 1701 мг%, которую можно объяснить неблагоприятными условиями содержания контрольных рыб в аквариальных условиях.

Всего на 10% увеличилось среднее содержание сахара в крови у карпов (190,8±14 мг%), отравленных сублетальной концентрацией метилннтрофоса — 13 мг/ч, в сравнении с его количеством в крови контрольных особей (169,6+16 мг%). Содержание гликогена печени у отравленных рыб при этом снизилось на 13% (4414± ±400 мг%) в контроле и 3405+300 мг% в опыте). Наконец, при отравлении карпов фосфамидом (43 мг/л) отмечена гипогликемия — снижение концентрации сахара в крови на 23% (с 94,4+8 мг% у контрольных рыб до 72,2+.3,4 нг% у подопытных рыб) к незначительное (всего на 8%) увеличение содержания гликогена в печени Отравленных карпов (3562±306 мг% у подопытных против 3290±270 мг% у контрольных). Автор считает, что повышение содержания глюкозы в крови и снижение количества гликогена в печени рыб указывают на нарушение углеводного обмена.

Разнонаправленные изменения содержания гликогена в печени и сахара в крови отражают, на наш взгляд, прежде всего одно из проявлений реакции рыб на токсическое воздействие. Она сопровождается повышенным расходом углеводов, обусловленным интенсификацией окислительных процессов в тканях. Такая реакция возникает на любое чрезвычайное по силе изменение факторов внешней среды, и мобилизация гликогена для удовлетворения возросших потребностей тканей в глюкозе — это вполне нормальный адаптивный процесс. Другое дело, если действие стрессорного раздражителя, в частности токсиканта, продолжается длительное время, при этом запасы гликогена истощаются и развивается гипогликемия, сопровождаемая судорогами и другими симптомами недостаточного снабжения мозга сахаром.

Еще одним проявлением нарушения углеводного обмена у рыб следует считать переключение характерного для рыб и других позвоночных животных высокоэффективного с энергетической точки зрения аэробного распада углеводов на филогенетически более древний анаэробный. гликолиз (или гликогенолиз), сопровождаемый образованием молочной кислоты. И наконец, безусловным нарушением углеводного обмена может служить диссоциация между повышенной потребностью тканей в глюкозе и направленностью углеводного обмена в печени, скажем, преобладание гликогензапасающего характера обмена над гликогенрасходующим.

Исследования по влиянию различных токсикантов на углеводный обмен рыб активизировались в 70-е годы как в нашей стране, так и за рубежом. В значительной мере этому содействовали работы предшествующего десятилетия по углеводному обмену и его регуляция у рыб в нормальных условиях. Как и следовало ожидать, основные пути углеводного обмена и ферменты, контролирующие этот обмен, аналогичны известным у высших позвоночных животных. Глюкоза, поступая в клетки печени или мышц рыб, под действием гексокиназы подвергается фосфорилированию и превращается в глюкозо-6-фосфат с использованием при этом большой энергии фосфатной связи аденозинтрифосфата (АТФ). Образовавшийся глюкозо-6-фосфат под влиянием фосфоглюкомутазы перестраивается в глюкозо-1-фосфат [719, 721]. Заключительный этап синтеза гликогена у рыб осущест-вляется с помощью гликогенсинтетазы, под действием которой глюкозо-1-фосфат переходит в гликоген [762, 461, 612, 733].

Не только синтез гликогена, но и его расщепление с образованием глюкозы происходит у рыб, как и у теплокровных позвоночных, главным образом фосфоролитическим путем. Первый этап этого процесса, завершающийся образованием глюкозо-1-монофосфорного эфира, катализируется фосфорилазой, а второй этап

— превращение глюкозо-6-монофосфата в свободную глюкозу и фосфорную кислоту — фосфатазами. Высокая активность ферментов фосфоролиза имеет место в печени, а также в мышцах разных видов рыб, причем в красных мышцах она выше, чем в белых [812, 801, 728, 475, 717, 718, 857].

Наряду с фосфоролитическим расщеплением гликогена у рыб существует и гидролитическое расщепление, которое осуществляется в печени и мышцах под влиянием амилазы [7, 699, 812, 811, 466, 720] и α-глюкозидазы или γ-амилазы [858, 716].

Все эти материалы свидетельствуют о том, что ферментативный аппарат и гликолитическая цепь у рыб и высших позвоночных животных идентичны. Направление потока метаболитов по гликолитической цепи рыб определяется регуляцией уровня активности ферментов-антагонистов, обусловливая тот или иной уровень углеводных запасов в организме. В частности, высокая активность гликоген-синтетазы и низкая активность фосрорилазы определяют гликогепзапасающий характер углеводного обмена. Смена гликогензапасающей направленности обмена на гликогенрасходующую возможна только при резком увеличении активности фосфорилазы и снижения активности гликогенсинтетазы.

Сигналом для переключения направленности углеводного обмена у рыб служат изменение различных факторов внешней среды (температуры, солености) и поведения, а также сезонная динамика физиологобиохимических процессов и ряд других [498, 623, 303, 449, 450, 822, 823, 825].

Восприятие этих сигналов осуществляется, по-видимому, как экстерорецепторами, так и

интерорецепторами. Импульсы, возникающие в рецепторах, поступают в центральную нервную систему, а далее включаются нейрогормональные механизмы, контролирующие активность ключевых гликогенсинтезирующих и гликолитических ферментов. Гормональная регуляция углеводного обмена у высших позвоночных осуществляется с помощью гормонов поджелудочной железы (инсулина и глюкагона), коры надпочечников (картизола и дезоксикортикостерона), мозгового вещества надпочечников (адреналина), гипофиза (гормона роста и адренокортикотропного гормона). Одни из этих гормонов, такие, как адреналин, глюкагон и глюкокортикоиды, активируя гликолитические ферменты, интенсифицируют расщепление гликогена, повышают содержание сахара в крови, удовлетворяя тем самым повышенные энергетические потребности клеток тканей и органов. Другие гормоны, например инсулин, активируют активность гликогенсинтезирующих ферментов, усиливая тем самым гликогензапасающую функцию печени. Аналогичные механизмы гормональной регуляции активности ключевых ферментов углеводного обмена обнаружены и у рыб: адреналин и глюкагон повышают активность глгокозо-6- фосфатазы и фосфорилазы [740, 450, 822, 823] а инсулин угнетает активность фосфорилазы [519, 557].

Полученные в последнее десятилетие экспериментальные данные однозначно свидетельствуют о глубоком к разностороннем влиянии отдельных групп токсикантов на различные звенья углеводного обмена морских и проходных рыб. Так, краткосрочное выдерживание молоди кижуча в сточных водах целлюлозно-бумажного производства приводит к развитию гипергликемии уже через 3 ч контакта рыб с токсикантами, которая достигает своего наивысшего выражения через 96 ч. С некоторым опозданием у подопытных рыб начинается снижение содержания гликогена в печени. Если через 12 ч количество гликогена в печени подопытных рыб не претерпевает существенных изменений, то через 72 ч нахождения рыб в токсическом растворе его содержание снижается почти в 6 раз и составляет лишь 14% его количества у контрольных особей [701, 703]. Согласованные изменения основных показателей углеводного обмена — снижение уровня гликогена в печени и повышение концентрации сахара в крови — авторы связывают с вероятным выбросом в кровяное русло отравленных рыб катехоламинов, которые, как известно, активируют гликолитические ферменты и приводят к снижению запасов гликогена в печени рыб [801, 723).

Иные по направленности изменения углеводного обмена обнаружены в хронических опытах с молодью кижуча, подвергнутой токсическому воздействию сточных вод целлюлозно-бумажного производства [702]. Длительное (до 200 сут) выдерживание рыб в токсическом растворе приводило, как и в острых опытах, к повышению уровня сахара в крови, но содержание гликогена в печени при этом не снижалось, а повышалось. Несколько ранее аналогичные изменения содержания гликогена в печени отмечены в хронических опытах (160дневные) с эндрином, выполненных на радужной форели [568]. Длительный контакт с различными концентрациями пестицида приводил к повышению уровня гликогена в печени подопытных рыб. Более того, длительное плавание, которое авторы использовали в качестве функциональной нагрузки для подопытных рыб, не снижало запасов гликогена в печени, в то время как у контрольной форели эта же физическая нагрузка приводила к мобилизации гликогена в печени. Таким образом, здесь действительно имеет место нарушение нормального хода углеводного обмена. Остается неясным, повышается ли при этом у подопытных рыб содержание глюкозы в крови. Однако в опытах с другим токсикантом (сублетальными концентрациями кадмия) у рыб отмечалась гипергликемия, а концентрация гликогена в печени либо увеличивалась, либо оставалась без существенных изменений [656].

Каковы же причины повышения гликогензапасающей функции печени в условиях хронического отравления рыб пестицидами и тяжелыми металлами? Чтобы ответить на этот вопрос, необходимо обратиться к материалам, характеризующим гормональный статус организма рыб в экстремальных условиях хронического отравления тем или иным токсикантом. Разумеется, в первую очередь нас интересуют гормоны, контролирующие углеводный обмен, в частности его гликогензапасающую направленность. Как известно, синтез гликогена может происходить либо непосредственно из глюкозы, либо из неуглеводпых предшественников, сопровождаясь затратами АТФ и НАД-Н (гликонеогенез). Взаимосвязь углеводного обмена с белковым и липидным контролируется различными гормонами, в частности адренокортикальными, стимулирующими катаболизм белков и анаболизм углеводов [403]. Наличие у рыб этих гормонов и их участие в регуляции катаболизма белков [802, 553], а также имеющиеся экспериментальные данные по влиянию адренокортикотропного гормона и кортизола на уровень содержания сахара крови [731] и гликогена печени рыб [653, 808] позволяют сделать вывод о том, что именно этим гормонам принадлежит ведущая роль в изменении направленности углеводного обмена в условиях хронического отравления рыб.

Современная ихтиотоксикология располагает материалами, согласно которым различные по природе токсиканты вызывают усиленную секрецию кортикостероидов. Например, низкие концентрации эндрина, оказывающие хронический токсический эффект, вызывают у радужной форели увеличение концентрации кортизола в крови [568]. Краткосрочное выдерживание тихоокеанского лосося в сточных водах целлюлознобумажного производства приводило к повышению содержания кортизола [512]. Аналогичная по направленности реакция отмечена и у байкальского омуля, находившегося в течение 24 ч в сточных водах сульфат-целлюлозного производства в разведении 1:100 [243]. Через 2 ч после погружения рыб в токсический раствор содержание кортизола в крови подопытных рыб повысилось с 17,4±2,1 до 38,5±3,0 мкг на 100 мл, т. е. в 2 раза, а через 24 ч возросло до 51,6±3,4 мкг на 100 мл. Экспериментальные данные, свидетельствующие об активации коры надпочечников и повышении содержания кортизола в крови под влиянием сточных вод сульфат-целлюлозного производства, согласуются с материалами полевых наблюдений, согласно которым у рыб, отловленных в районе сброса этих сточных вод в водоем, содержание кортизола в крови (116,4±7,1 мкг) почти в три раза выше, чем у

рыб, отлозленных вне зоны загрязнения (41,1 ±1,2 мкг на 100 мл плазмы).

Быстрое (через 1 ч после начала опытов) увеличение концентрации кортизола, кортизона и общего содержания кортикостероидов отмечено у сеголетков нерки под влиянием токсического раствора сульфата меди концентрацией 1•10-5÷1•10-6 М, в котором рыбы выживают в течение 8-24 ч. Авторы считают, что изменение уровня кортикостероидов в крови может служить хорошим показателем токсического действия меди [525].

Совокупность представленных данных свидетельствует об однотипности реакции рыб и теплокровных позвоночных на стрессорные раздражители химической природы. Разнообразные по химическому строению токсиканты-вызывают активацию гипофиза и выброс в кровяное русло адренокортикотропного гормона, который в свою очередь усиливает секрецию кортикостероидов интерреналовой железой. Совместное действие этих гормонов приводит к снижению интенсивности использования глюкозы тканями и повышению темпов превращения продуктов расщепления белков в глюкозу, т. е. усиливает гликонеогенез. В результате при хроническом отравлении рыб происходит увеличение запасов гликогена в печени и содержания сахара в крови. При остром отравлении, развивающемся под влиянием больших концентраций токсикантов, напротив, происходит снижение концентрации кортизола в крови [568] и, как мы уже отмечали, повышение концентрации катехоламинов, в частности адреналина, что ведет к снижению запасов гликогена в печени и кратковременному повышению содержания сахара в крови.

Влияние различных групп токсикантов на углеводный обмен рыб подтверждено также результатами работ, выполненными батумскими ихтиотоксикологами в середине 70-х годов [118, 136, 117].

Авторы исследовали токсичность различных концентраций нефти в острых, подострых и хронических опытах на двух резко различающихся по экологии и активности видах черноморских рыб: высокоактивной смариде (Spicara smaris L.) и малоподвижном морском языке (Solea lascaris nasuta L.). Показателями токсичности служили концентрация гликогена в органах и тканях, а также сахара и молочной кислоты (лактата) в крови. В исходных опытах, выполненных на смариде [118], острое отравление рыб нефтепродуктами (29 мг/л) уже через 2 ч приводило к снижению концентрации гликогена в печени с 616±122 до 373±73 мг% и повышению уровня сахара в крови с 55,0±6,0 до 71,6±7,4 мг%. Максимальная гипергликемия развивалась через 4 ч (109,7±5,6 мг%), но к исходу опытов происходило резкое снижение концентрации сахара в крови — до 26,2±4,8 мг% против 61,2±4,2 мг% у контрольных особей. Количество гликогена в печени у подопытных рыб снижалось до 323 ±54 мг% против 626±94 мг% у контрольных.

Привлекает внимание динамика содержания молочной кислоты в крови смариды. За первые 2 ч опыта ее концентрация снизилась с 196,7±31,9 до 93,6±17,1 мг%, а через 4 ч после начала опыта — до 30,2±5,9 мг%. Интересно, что именно к 4-му часу развития острого нефтяного отравления смариды отмечены максимальная гиперглнкемия и минимальное содержание молочной кислоты. К исходу опытов (через 10 ч) содержание сахара в крови подопытных рыб снизилось почти в четыре раза (со 109,7 до 26,2 мг%), а содержание молочной кислоты, напротив, увеличилось в три раза (с 30,2 до 90,6 мг%). Подострое отравление смариды нефтепродуктами (15 мг/л) вызывало к исходу 4-суточных опытов резкое снижение запасов гликогена в печени (536 ±90 мг% у контрольных и 69±11 мг% у подопытных), увеличение содержания сахара (35,1±2,4 мг% у контрольных и 408±105 мг% у подопытных) в крови рыб. Отмечено резкое колебание содержания сахара и молочной кислоты в крови у двух контрольных групп смариды, использованных в опытах с острым и подострим отравлением. Так, у 8 особей контрольной группы при остром отравлении средний уровень сахара в крови составил 61,2±4,2 мг%. а молочной кислоты — 303±64,9 мг%. Эти же показатели у 14 особей второй контрольной группы, использованной в опытах с подострым отравлением, оказались равными соответственно 35,1 ±1,7 и 119,5±21,7 мг%. Иными словами, колебания рассматриваемых показателей у рыб двух контрольных групп сопоставимы с теми изменениями, которые обнаруживаются у подопытных и контрольных групп. Это наводит на мысль о неудовлетворительных условиях содержания рыб и, как следствие, неодинаковом функциональном состоянии особей, используемых в качестве контрольных. Наконец, в серии хронических опытов с концентрацией нефтепродуктов 8 мг/л, продолжавшихся в течение 1 мес, отмечено постепенное снижение запасов гликогена в печени (156±36 мг% у подопытных и 427±84 мг% у контрольных). Одновременно с этим у подопытных рыб отмечены развитие гипогликемии и резкие колебания уровня молочной кислоты в крови.

Экспериментальные данные, характеризующие динамику изменения уровня гликогена, лактата и сахара в крови у смариды и морского языка в условиях острого, подострого и хронического отравления нефтепродуктами, обобщены А. М. Котовым [136]. При остром и подостром отравлении (22, 19 и 16 мг/л) у обоих видов рыб отмечено 2-фазовое изменение показателей углеводного обмена: первоначальное увеличение количества глюкозы и гликогена и последующее их снижение, сопровождаемое гиполактацедемией, которая, по мнению автора, отражает снижение интенсивности гликолиза. Хроническое отравление рыб нефтепродуктами сопровождается полифазным изменением показателей углеводного обмена. Как в острых, так и в хронических опытах у более активной смариды изменения показателей углеводного обмена при нефтяном токсикозе более выражены, чем у морского языка, что отражает более высокую устойчивость этого вида к нефтепродуктам в сравнении с устойчивостью смариды. На основе полученных данных автор приходит к выводу о возможности использования показателей углеводного обмена при оценке токсичности растворенных нефтепродуктов.

Обстоятельное изучение динамики содержания гликогена в органах и тканях, а также активности некоторых ферментов углеводного обмена морских рыб при нефтяном токсикозе выполнено Г. И. Ковалевой [117]. Основными объектами исследования служили смарида и морской язык, а дополнительными — мерланг (Odontoganus merlangus enxinus N.) и ставрида (Trachurus mediterraneus ponticus Aleev). Острое, подострое и

хроническое отравление рыб нефтепродуктами приводит к достоверному снижению гликогена в печени, а также в сердце и красных мышцах. Выраженность этих изменений и их динамика неодинаковы у разных видов рыб при отравлении различными концентрациями нефтепродуктов.

Так, при остром отравлении (29 мг/л) первичное снижение уровня гликогена в печени смариды отмечается уже после 2-часового контакта рыб с ядом и вплоть до гибели рыб. Аналогичная динамика снижения уровня гликогена имеет место в красных мышцах, а также в сердечной мышце, хотя здесь наибольшее снижение уров-пя гликогена отмечается к 4-му часу пребывания рыб в растворе токсиканта (до 38% его количества у контрольных особей), а затем содержание гликогена в сердечной мышце несколько повышается и накануне гибели рыб составляет 59% его содержания у контрольных особей. Примерно такое же количество гликогена отмечено и в других тканях смариды: печени 57%, сердца 59%, красных мышц 52%, головного мозга 57%. Снижение уровня гликогена в печени сопровождается увеличением концентрации глюкозы в крови; через-2 ч она была равна 71,3±8,6 мг% против 59,9±6,3 мг% у контрольных особей, а через 4 ч составляла уже 82,4±1,2 мг%.

Достоверное снижение гликогена в тканях смариды имело место и при подостром отравлении (15 мг/л), но динамика этих изменений оказалась иной. Так, в печени смариды уровень гликогена через 24 ч составляет 64% его количества у контрольных особей, а через 48 ч — всего лишь 12% и остается без существенных изменений в течение 2 последующих суток. Что касается уровня гликемии, то через 1 сут контакта рыб с токсикантами он повышается до 95,2±4,9 мг% против 60,5±6,0 мг% у контрольных особей. На 4-е сутки концентрация глюкозы в крови подопытных рыб составляла 58,8±5,3 мг%, у контрольных рыб она была еще ниже — 34,8±2,8 мг%. Изменения уровня гликогена в сердечной н •красных мышцах смариды значительно менее выражены.

Теперь обратимся к материалам, характеризующим динамику изменения гликогена в различных органах и тканях морского языка. В отличие от смариды у морского языка наиболее значительное снижение уровня гликогена отмечено в сердце, и на 7-е сутки опытов запасы гликогена в этом органе составили всего 16% его содержания у контрольных особей. В печени морского языка также происходит снижение уровня гликогена, но менее интенсивно и заметно отстает по .времени от аналогичных изменений в сердце. Только на 7-е сутки контакта рыб с ядом содержание гликогена в печени у подопытных рыб стало достоверно ниже, чем у контрольных.

На основе обнаруженных различий в динамике снижения содержания гликогена в различных органах смариды и морского языка при подостром отравлении Г. И. Ковалева делает вывод о преимущественном патологическом влиянии, растворенных нефтепродуктов на печень у смариды и на сердце у морского языка.

Однако нам представляется преждевременным говорить о гепатоксическом действии растворенных нефтепродуктов у смариды и кардиотоксическом действии той же нефти у морского языка.

Как мы уже отмечали, нельзя считать, что само по себе снижение резервов гликогена в печени или в мышцах — это обязательно нарушение углеводного обмена. Ведь резерв того или иного вещества, в частности гликогена, потому и называется резервом, что он может быть мобилизован в случае экстренной необходимости для энергетического обеспечения ответных реакций организма в стрессовых ситуациях. Массированное воздействие на организм высоких концентраций растворенных нефтепродуктов — это стрессовое воздействие, ответ на которое требует повышенных энергетических трат. Именно поэтому резервы гликогена в печени у смариды «ли в сердечной мышце у морского языка мобилизуются. Это как раз нормальная реакция организма. А если бы в ответ на токсическое воздействие нефтепродуктов, сопровождающееся повышенной возбудимостью и двигательной активностью, происходило снижение уровня гликемии (т. с. снижался бы транспорт глюкозы — важнейшего энергетического субстрата — к органам и тканям рыб) и одновременно с этим нарастание запасов гликогена в депонирующих этот полисахарид органах, тогда мы были бы вправе говорить о нарушениях углеводного обмена или парадоксальной реакции рыб на токсический раздражитель.

Ценность гликогенового теста на токсичность нефтепродуктов состоит именно в том, что он отражает реакцию целостного организма, причем как в условиях острого и подострого опытов, так и, что особенно важно, в условиях хронического опыта, т. е. при действии малых концентраций нефтепродуктов.

Заслуживают внимания опыты на изолированной печени, позволяющие понять механизмы снижения резервов гликогена в ней при воздействии на рыб нефтепродуктов. В срезах печени рыб, подвергнутых подострому и хроническому отравлению, заметно снижается продукция глюкозы одновременнно с этим падает содержание гликогена [117]. Автор объясняет эти изменения повышенным расходом глюкозы, которая может использоваться в качестве субстрата для реакции глюкуроновой конъюгации, а также в качестве источника энергии для обеспечения процессов детоксикации углеводородов нефти. Нам представляется правдоподобным объяснение и еще одного факта, обнаруженного в результате сопоставления данных, полученных в опытах на целостном организме и на изолированной печени. Мы имеем в виду развитие у рыб гипергликемии при сниженной продукции глюкозы печенью, вызванной, по-видимому, пониженной утилизацией глюкозы периферическими тканями отравленных рыб. Во всяком случае некоторые гормоны, такие, как соматотропный, кортикоиды, глюкагон, могут вызвать понижение утилизации глюкозы периферическими тканями, а именно эти гормоны и прежде всего кортикоиды поступают в кровяное русло при развитии адаптационного синдрома в ответ на воздействие стрессорных раздражителей, в том числе и токсических веществ.

Таковы основные результаты сравнительного изучения углеводного обмена у рыб в условиях острого, подострого и хронического отравления различными по природе токсикантами, однозначно свидетельствующие о существенных изменениях его интенсивности и направленности у отравленных рыб и перспективности использования основных показателей углеводного обмена — содержания сахара в крови и гликогена в печени —

в качестве чувствительных критериев токсичности различных групп веществ для рыб.

Липидный обмен

Липидный обмен находится в тесной связи с углеводным, поскольку при энергетическом обеспечении многих процессов жизнедеятельности организма углеводы используются в качестве «запального» топлива, а липиды играют роль «стратегического» топлива [404]. Образно говоря, липиды, а точнее, жирные кислоты «сгорают в пламени углеводов» [403]. Однако не только в этом проявляется связь между окислением углеводов и обменом липидов. В случае недостатка углеводов в организме для покрытия потребности в энергии усиленно сжигаются жиры. При избытке углеводов из них легко образуются липиды. Синтез жиров происходит за счет энергии, выделяемой при окислении углеводов нормальной интенсивности, т. е. окисление углеводов прекращает усиленное расщепление жирных кислот и способствует их ресинтезу. Таким образом, липиды играют важнейшую роль, в энергетическом обмене, но этим не исчерпывается их значение для организма. Липиды в соединении с белками (липолротсиды) являются основным структурным элементом биологических мембран, причем липидами богаты такие структурные элементы клеток, как митохондрии, микросомы, в которых протекают организованные энзиматические реакции, окислительное фосфорилирование и синтетические процессы [403].

Успехи в изучении фракционного состава липидов теплокровных животных стимулировали аналогичные исследования липидов рыб, и « настоящему времени накоплена значительная информация по этому вопросу [400, 401, 308, 405, 406]. Основная масса липидов рыб представлена фосфолипидами и триглицеридами, из которых первые несут структурную функцию, а вторые служат основным энергетическим субстратом. Большинство липидов, в том числе триглицериды и фосфолипиды, содержит насыщенные и ненасыщенные жирные кислоты. Рыбы имеют более сложный набор жирных кислот, среди которых резко преобладают ненасыщенные [155, 409]. Жирные кислоты представляют собой наиболее лабильный энергетический резерв организма, а их концентрация в крови может служить тонким индикатором степени мобилизации жировых запасов и интенсивности окислительных процессов в печени и мышцах[560, 624, 734].

Наконец, еще одним важным компонентом фракционного состава липидов следует считать холестерин. Последний наряду с фосфолипидами участвует в построении клеточных мембран [357] и служит предшественником стероидных гормонов [376], играющих активную роль в регуляции адаптивных реакций организма в ответ на стреосорные раздражители.

Достижения современной биохимии липидов рыб позволили использовать некоторые показатели липидного обмена для оценки реакции рыб на воздействие токсических веществ различной природы. Первые опыты в этом плане были начаты и затем успешно развивались. В Институте биологии АН Латвийской ССР [371374, 74]. В серии экспериментов, выполненных на модели пестицидного отравления карпа, определяли направленность и интенсивность изменения содержания в органах и тканях подопытных рыб фосфолипидов, свободного холестерина, неэстсрифицированных жирных кислот, триглицеридов и эфиров холестерина. В качестве токсикантов авторы использовали два гербицида: 2,4D-Nа (натриевая соль 2,4-дихлорфеноксиуксусной кислоты) концентрацией 0,05% и феназон концентрацией 0,02%, а также два инсектицида: ДДТ и линдан концентрацией 0,01 — 1 мг/л. Опыты с каждым из исследованных пестицидов продолжались 24 ч при температуре 16° С. В исходной серии опытов, выполненной с гербицидом 2,4 D-Na на двухлетках карпа [373], установлено нарушение стационарного состояния обмена липидов, проявившееся в достоверном увеличении содержания фосфолипидов, триглицеридов и эфиров холестерина в скелетной и сердечной мускулатуре. Содержание холестерина и неэстерифицированных жирных кислот при этом не менялось. Авторы объясняют обнаруженное ими повышение количества триглицеридов и эфиров холестерина у отравленных рыб блокированием их расщепления до жирных кислот. Привлекает внимание более быстрое увеличение содержания фосфолипидов в скелетной мускулатуре (через 1 сут), чем в сердечной (на 10-е сутки).

Иные по направленности изменения фракционного состава липидов обнаружены в печени и плазме крови карпов, отравленных 2,4 D-Na [371]. Количество фосфолипидов и неэстерифицированных жирных кислот в печени резко снижается, а триглицеридов — существенно возрастает. В плазме крови, напротив, содержание фосфолипидов увеличивается почти втрое. Видимо, у отравленных рыб имеет место перераспределение фосфолипидов между печенью и мышцами, вследствие чего их содержание в печени снижается, а в кровиь (транспортная функция), скелетной и сердечной мускулатуре возрастает (табл. 15). Снижение количества неэстерифицированных жирных кислот в печени без достоверного увеличения их содержания в крови и мускулатуре обусловлено, вероятно, повышенными энергетическими потребностями этого органа, удовлетворение которых можете осуществляться за счет окисления жирных кислот. В плазме подопытных карпов отмечено достоверное снижение концентрации свободного холестерина, обусловленное либо участием последнего в связывании токсиканта, либо его усиленным использованием для синтеза стероидных гормонов, обеспечивающих адаптацию организма к неблагоприятным условиям.

Таблица 15.

Влияние 2,5 D-Na (0,05%-ный раствор) на содержание основных фракций липидов карпа [371-373]

Примечание. Ф – фосфолипиды; Х – свободный холестерин; ЖК – неэстерифицированные жирные кислоты; ТГ – триглицериды; ЭХ – эфиры холестерина.

Согласно современным представлениям одним из источников поступления холестерина в плазму являются эритроциты. Здесь с помощью лецитинхолестеринацетилтрансферазы происходит эстерификация холестерина и образующиеся эфиры холестерина транспортируются в печень. Поэтому вполне логичным было исследовать содержание основных фракций липидов в эритроцитах подопытных карпов [372].

Из данных, представленных в табл. 15, следует, что в эритроцитах отравленных карпов происходит заметное, но статистически недостоверное повышение уровня фосфолипидов и достоверное снижение количества эфиров холестерина (на 47%). Остальные компоненты фракционного состава липидов эритроцитов подопытных рыб не претерпевают существенных изменений по отношению к контролю. Относительно стабильным оказался и фракционный состав липидов мозга. Отмечено лишь достоверное снижение (на 16%) уровня фосфолипидов. Остается неясным, чем определяется снижение уровня фосфолипидов в мозге: угнетением их синтеза или усилением расщепления.

Из данных, характеризующих направленность и интенсивность изменений фракционного состава липидов в различных органах и тканях рыб, подвергнутых острому отравлению 2,4 D-Na (см. табл. 15), видно, что наиболее значительные сдвиги липидного обмена происходят в печени. Это естественно, поскольку печень играет большую роль в обороте липидов внутри организма и является главным местом их окисления.

Другой гербицид — феназон — также оказывает существенное влияние на липидный обмен подопытных карпов [374], в частности, вызывает увеличение содержания как свободного холестерина в печени (на 70%) и сердечной мускулатуре (на 64%), так и эфиров холестерина (на 123 и 300% соответственно). Кроме того, в сердечной мускулатуре отмечено резкое увеличение концентрации НЭЖК (на 380%). Аналогичные по

направленности, но несколько менее выраженные сдвиги — увеличение свободного холестерина (на 24%) и повышение концентрации НЭЖК (на 103%) — обнаружены и в мозге отравленных рыб.

В опытах с ДДТ (0,1 мг/л) отмечено значительное увеличение количества фосфолипидов, свободного холестерина и неэстерифицированных жирных кислот в печени отравленных карпов, однако статистически достоверных изменений этих показателей в плазме крови и сердечной мускулатуре не произошло. При отравлении рыб линданом (0,1 мг/л) происходит увеличение содержания фосфолипидов и свободного холестерина в печени, но концентрация НЭЖКв этом органе достоверно снижается. Как и в опытах с ДДТ, у рыб, отравленных линданом, достоверных изменений каждого из пяти исследованных показателей липидного обмена в плазме крови и сердечной мускулатуре не обнаружено. Авторы предполагают [374], что при небольшой концентрации линдана (0,1 мг/л) снижение количества НЭЖК в печени определяется высокой скоростью их окисления, опережающей скорость поступления этой фракции липидов из крови в печень. Увеличение концентрации линдана в 10 раз (до 1 мг/л) даже при снижении времени наблюдений до 3 ч приводит к существенному снижению содержания фосфолипидов, свободного холестерина и эфиров холестерина в плазме крови. Вместе с тем количество НЭЖК возрастает почти в три раза. Авторы объясняют это повышенным выделением адреналина у рыб, подвергшихся острому отравлению линданом. Обобщая полученные данные, Т. X. Фреймане и М. В. Грундуле [372] приходят к вполне обоснованному выводу о том, что «даже сравнительно низкие концентрации линдана и ДДТ вызывают сдвиги важнейших биохимических параметров» (с. 253) липидного обмена.

Интересные данные получены В. И. Чернышевым и М. М. Телитченко [396] при изучении структурных липидов, продуктов лх распада и свободнорадикального окисления при действии на организм ряда повреждающих факторов, в том числе токсикантов органической (фенол) и неорганической (азотнокислый никель) природы. Авторы обнаружили сходство в динамике изменений рыхлосвязанных липидов в жабрах и печени подопытных карпов под влиянием экстремально высокой температуры (30° С) и интоксикации, причем в последнем случае изменения носили более контрастный характер. Направленность изменений однотипна: вначале снижение содержания рыхлосеязанных липидов, затем увеличение, стабилизация на уровне, близком к контрольному, и новое снижение в конце опыта. Выраженность количественных изменений отдельных 'компонентов липидов также одинакова в температурных и токсикологических опытах: а) изменения в содержании фосфатидных и высших жирных кислот имеют сходный характер с изменением антиокислительной активности в тканях (жабры, печень, селезенка); однако экстремальные точки зарегистрированы на 2-е сутки, т. е. позже получения максимальных значений АОА; б) глицериды, кефалины и лизолецитины изменяются синфазно с изменением АОА для соответствующих тканей; в) «изменения сфингомиелинов, лецитинов и стеринов выражены неярко» (с. 161). .

В последние годы появились попытки вскрыть характер влияния некоторых токсикантов на липиднын состав субклеточных структур, таких, как митохондрии [74] и лизооомы [153] печени рыб. Важнейшим элементом этих структур являются биологические мембраны, построенные из липопротеинов, нарушение целостности которых ведет к нарушению внутриклеточного обмена, в частности энергетического, протекающего в митохондриях. Поскольку одним из основных структурных и функциональных компонентов митохондриальной мембраны являются фосфолипиды, правомерна постановка вопроса о характере влияния некоторых токсикантов, в частности гербицида 2,4 D-Na, на фосфолипидный состав митохондрий печени рыб [74]. У карпа обнаружено шесть фракций фосфолипидов: кардиолипин (КЛ), фосфатидилэтаноламин (ФЭА), фосфатидилхолии (ФХ), фосфатидилинозитол (ФИ), фосфатидилсерин (ФС), лизофосфатидилхолин (ЛФК). Под влиянием исследованного гербицида происходят количественные изменения фосфолинидного состава митохондрий печени карпа на протяжении всего периода (1ч) их инкубирования в буферном растворе в присутствии токсиканта (5 ммоль). Выраженность изменений отдельных фракций фосфолипидов и их длительность неодинаковы, но они свидетельствуют о нарушении равновесия фосфолипидных фракций в митохондриях под влиянием токсиканта. Авторы высказывают предположение, согласно которому гербицид частично расщепляет липопротеиновые комплексы мембран митохондрий, что нарушает их структуру и увеличивает проницаемость.

Под влиянием фенола и сульфатного щелока — важнейших компонентов промышленных стоков целлюлозно-бумажного производства — изменяется липидный спектр лизосом печени некоторых видов рыб (лещ, плотва, окунь, сиг). При этом «снижается содержание общих липидоя, триглицеридов, общей фракции фосфолипидов, а в них лецитина, кефалина и сфингомиелина с одновременным увеличением концентрации диглицеридов и лизолецитина» [153, с. 67]. По мнению авторов, исследованные ими токсиканты могут нарушить целостность одинарной липопротеиновой мембраны лизосом, высвобождая при этом кислые гидролазы (в том числе липазы, фосфолипазы А, С), которые и приводят к отмеченному изменению липидного состава лизосом. Это предположение основано на современных представлениях о том, что одной из точек приложения чрезвычайных по силе раздражителей, в том числе раздражителей химической природы, могут быть биологические мембраны субклеточных структур, в частности мембраны лизосом, включающие около 70 гидролитических ферментов [75, 270]. Нарушение целостности мембран лизосом и высвобождение из лизосом кислых гидролаз приводит к гидролизу различных соединений, в том числе фосфолипидов, с образованием лизосоединений. По мнению В. С. Сидорова [305], эти представления могут быть использованы при выяснении механизмов токсического действия различных веществ на рыб и других гидробионтов.

Заслуживают внимания попытки некоторых авторов [64, 307] использовать показатели липидного обмена для оценки физиологического состояния рыб, обитающих в водоемах, подвергавшихся загрязнению. У рыб,

отловленных взоне интенсивного загрязнения, обнаруживается более высококе содержание общих липидв в различных органах и тканях, в часности в печени. Одной из причин подобного рода изменений может быть компенсаторное увеличение интенсивности обменных процессов и депонирования лиггидов, обусловленное необходимостью локализации в тканях некоторых липорастворимых аминофенолоподобных соединений, присутствующих в сточных водах [64].

Сравнение липидного состава печени разных видов рыб (лещ, сиг и др.), выловленных в чистой и загрязненной зонах одного из водоемов, в который попадают сточные воды ЦБК, выполнено В. С. Сидоровым и Р. А. Поповой [307]. Обнаружены видовые различия в реакции рыб на токсическое воздействие. Так, у лещей из загрязненной зоны водоема отмечена повышенная концентрация фосфолипидов в печени, а количество триглицеридов и эфиров холестерина пониженное. В отличие от лещей у сигов содержание триглицеридов оказалось пониженным, а концентрация фосфолипидов не претерпела существенных изменений. Возможно, эти различия определяются не только видовыми особенностями исследованных рыб, но и различной степенью развития токсического процесса или его последействия в том случае, если отловленные рыбы находились неодинаковое время в загрязненной зоне водоема. Необходимо подчеркнуть, что под влиянием загрязнений у рыб нарушается функционирование печени (увеличение эфирохолестеринового коэффициента), изменяется фракционный состав липидов; эти изменения наступают задолго до внешних проявлений отравления рыб.

ВЛИЯНИЕ ТОКСИКАНТОВ НА АКТИВНОСТЬ ФЕРМЕНТОВ

Нормальное течение обменных проессов, лежащих в основе жизнедеятельности целостного организма или отдельной клетки, контролируется огромным количеством ферментов, объединенных в сложные взаимосвязанные системы. В любой клетке животного организма одновременно действуют многие сотни ферментов, организованные в самостоятельные органеллы или надмолекулярные комплексы, встроенные в биомембраны. В настоящее время число идентифицированных ферментов превышает 800 и их список непрерывно пополняется. Этим объясняются огромный интерес к ферментным системам со стороны медиков и формирование мощного направления биохимической науки — клинической биохимии, в которой учение о ферментах, энзимодиагностике и энзимопатиях занимает по праву центральное место. Как известно, в основе токсического действия различных по природе групп веществ лежит нарушение функций того или иного фермента, той или иной ферментной системы, контролирующей белковый, липидный, углеводный, минеральный или энергетический обмен.

Использование ферментов в практике ихтиотокоикологических исследований еще заметно отстает от развития смежных областей сравнительной и санитарной токсикологии. Одной из причин этого является ранее пренебрежительное отношение к биохимическим исследованиям в водной токсикологии, возведение их в ранг второстепенных [332]. Сегодня положение изменилось, но забывать об этом не следует, чтобы не допускать новых ошибок и не создавать искусственных преград на пути внедрения новых, более тонких биофизических и биохимических методов в ихтиотоксикологию.

Отечественные ихтиотоксикологаческие исследования с использованием ферментов начаты в Институте биологии внутренних вод АН СССР в начале 60-х годов [158, 185].

В опытах, выполненных нами совместно с Л. А. Петуховой, была предпринята попытка изучить динамику изменения активности холинэстеразы в мышцах карасей и сыворотке крови лещей, отравленных фенолом — ядом органического ряда с выраженным нервно-паралитическим действием. Холинэстеразную активность мышечной ткани и сыворотки крови определяли по микрометоду Т. В. Правдич-Неминской, в основу которого положена схема Стедмана. Активность холинэстеразы по этой схеме определяется исходя из количества щелочи, пошедшей на титрование уксусной кислоты, образовавшейся вследствие ферментативного разложения ацетилхо; линхлорида. Уксусную кислоту титровали сантинормальным раствором едкого натра в присутствии крезолкрасного индикатора. Для определения точности полученных данных параллельно титровали 2-3 пробы. Ферментативный гидролиз ацетилхолина протекал в термостате при температуре 38° С в течение 1 ч. Об активности холинэстеразы судили по количеству разрушенного ацетилхолина, которое рассчитывали по формуле А (1,815/2) 100%, где А — количество сантинормалыюй щелочи, мл; 1,815 — постоянная. Результаты опытов подвергали статистической обработке с помощью непараметрического критерия Вилкоксона.

Результаты проведенного исследования показали, что уровень активности фермента у подопытных рыб претерпевает весьма существенные изменения по ходу развития интоксикации. Через 7 мин после погружения подопытных карасей в раствор фенола (100 мг/л), во время которого у них отмечается сильнейшее двигательное возбуждение, активность мышечной холинэстеразы у подопытных рыб немногим более чем в два раза ниже, чем у контрольных. Из данных табл. 16 следует, что через 15, 30, 60 и 120 мин активность холинэстеразы у подопытных карасей продолжает оставаться значительно ниже, чем у контрольных (в 2,3; 2,4; 2,3 и 1,8 раза соответственно).

Таблица 16

Активность мышечной холинэстеразы (в% разложенного ацетилхолина)

укарасей через различные промежутки времени после погружения

врастворе фенола концентрацией 100 мг/л

Анализ данных табл. 16, характеризующих активность мышечной холинэстеразы у контрольных карасей, показывает, что хотя в норме активность фермента и подвержена индивидуальным колебаниям, однако средняя его активность весьма сходна у особей каждой из пяти контрольных групп и различия между крайними ее значениями не превышают 25%. В то же время активность мышечной холинэстеразы у подопытных карасей на 200-240% ниже, чем у контрольных. Изменение активности холинэстеразы во времени (рис. 16) показывает, что максимальное ее падение приходится на 60-ю минуту токсического воздействия фенола на рыб. Именно к этому сроку караси полностью теряют подвижность, и только впоследствии у них появляются редкие импульсивные перемещения (чаще по кругу) в боковом положении. Ход кривой на рис. 16 показывает также, что к 120-й минуте у подопытных карасей имеет место некоторое повышение активности холинэстеразы (на 32%) в сравнении с ее активностью, зарегистрированной на 60-й минуте, но она все еще значительно ниже, чем у контрольных карасей.

Рис. 16. Динамика изменений активности мышечной холинэстеразы у контрольных 1 и подопытных 2 карасей.

Полученные в этой серии опытов данные, свидетельствующие о резком торможении активности холинэстеразы — важнейшего звена ацетилхолинового метаболизма, позволяют понять биохимическую основу 2-фазового действия фонола на рыб. По-видимому, первоначальное возбуждающее действие фенола на рыб, проявляющееся в сильнейшей, но кратковременной двигательной реакции, обусловлено торможением холинэстеразы фенолом (прямым или каким-либо косвенным путем), которое приводит к стабилизации «физиологического» ацетилхолина. Последующее накопление ацетилхолина до максимальных концентраций лежит в основе парализующего действия фенола, имеющего место во второй стадии фенольной интоксикации. Таким образом, два наиболее типичных эффекта фенольной интоксикации — возбуждающее и парализующее действие — можно толковать как результат инактивации холинэстеразы, и, следовательно, накопления ацетилхолина в холинэргических синапсах. В качестве подтверждения такой точки зрения в следующей главе будут приведены результаты опытов по торможению внешнего симптомокомплекса фенольной интоксикации . посредством антихолинэстеразных препаратов.

За рубежом первая работа с холинэстеразой была выполнена К. Всйссом [841, 842], но тоже оказалась несколько «преждевременной», ибо только начиная со второй половины 60-х годов там стали регулярно появляться публикации, в которых показателем токсичности служила активность холинэстеразы мозга, крови и других тканей, В исходных опытах К. Всйсса исследовалось влияние фосфорорганических пестицидов (карбофос, ДДВФ, дельнав и паратион) на холинэстеразу мозга четырех видов рыб: серебряного карася (Carassius

auratus), ушастого окуня (Lepomis macrochirus), черноголовой пимефалес (Pimephales promelas) и нотемигонуса (Notemigonus crysoleucas). В острых опытах, длившихся 12-24 ч, выявлены видовые различия в токсикорезистентности исследованных рыб, показателем которой служила степень инактивации фермента. Наиболее чувствительным к воздействию токсиканта оказался ушастый окунь, у которого в течение 12 ч концентрация карбофоса 0,1 мг/л вызывала снижение активности фермента на 82%, т. е. в 4 раза более интенсивнее, чем, скажем, у черноголовой пимефалес. В настоящее время накоплен большой экспериментальный материал, однозначно свидетельствующий о влиянии различных токсикантов на холинэстеразу рыб и возможности ее использования в качестве индикатора токсичности.

Холинэстеразы

В конце 40-х — середине 50-х годов в опытах на теплокровных животных было установлено, что ядохимикаты фосфорорганичеокой группы оказывают токсичеокое действие на организм путем инактивации холинэстеразы, осуществляющей ферментативный гидролиз важнейшего медиатора — ацетилхолина. Фосфорорганические вещества в силу своего структурного сходства с ацетилхолином, вступая в соединение с холинэстеразой (реакция ацилирования), лишают ее способности расщеплять ацетилхолин. В результате этого происходит накопление ацетилхолина и перевозбуждение холинэргических структур. Фосфорорганические ингибиторы взаимодействуют с эстеразным центром фермента [254]. В соответствии с современной номенклатурой ферментов различают два типа холинэстераз: ацетилхалинэстеразу (ацетилхолин-гидролаза, шифр 3.1.1.7) и холинэстеразу (ацилхолин-ацигидролаза, шифр 3.1.1.8). Первый из этих ферментов локализован в мозговой ткани, симпатических ганглиях, эритроцитах, а второй — в сыворотке крови, печени и в некоторых других органах и тканях. Как мы уже отмечали, первые опыты по влиянию фосфорорганических пестицидов на ацетилхолинэстеразу мозга рыб выполнены К. Вейссом [841, 842], однако целенаправленное изучение этого вопроса началось несколько позже. В серии работ были представлены материалы [854, 605, 493, 494, 679, 423, 561, 601, 446, 748, 496, 497, 495, 3, 206], свидетельствующие об угнетении ацетилхолинэстеразы мозга (АХЭ) многими фосфорор-ганическнми пестицидами у разных видов рыб. Приведем некоторые факты.

Резкое снижение активности АХЭ мозга ципринодонта отмечено в опытах с тремя пестицидами: паратионом, форатом и гутионом, причем угнетение активности фермента па 83% вызывает гибель рыб, я на 13%

— выраженный токсический эффект [493, 494]. Сходные данные получены и в опытах на гамбузиях: при концентрации па-ратиона 0,4 мг/л активность АХЭ мозга снижается на 60,5% [679]. Аналогичный по выраженности токсический эффект отмечен и в опытах с тремя другими видами рыб (Lepomis cyanellus, Lepomis macrochirus, Notemigonus chrysoleucas): при концентрации токсиканта 0,2 мг/л отмечается угнетение активности АХЭ мозга соответственно на 84, 80 и 59% [561]. Еще один фосфорорганический пестицид —параоксан — концентрацией 3-10-8 ингнбирует АХЭ мозга трески уже при 3 — G-часовом воздействии на рыб. Угнетение активности АХЭ мозга солнечника на 50% вызывает интоксикация рыб метилпаратионом концентрацией 200 мг/л, а увеличение концентрации в три раза — АХЭ мышечной ткани [446].

Четко выраженные видовые различия по степени угнетения активности АХЭ мозга карбофосом выявлены в опытах на лососевых [748]. Карбофос в концентрации 0,4—3,0 мг/л (при 7—10-суточной экспозиции) вызывал снижение активности АХЭ мозга кижуча (Omorhynchus Ijjsutch) на 75%, мозга радужной форели (Salmo gairdnerii) на 45 % и мозга ручьевой форели (Salvclinus fontiualjs на 25% по сравнению с его активностью у контрольных особей. Этими данными подтверждаются исходные наблюдения К. Вейсса [842] о существовании у рыб видовых особенностей устойчивости АХЭ мозга.

Обстоятельное изучение характера и выраженности влияния трех осфорорганических пестицидов (фосфамид, цидиал, диенстон) на ХЭ мозга сеголетков и годовиков карпа (Cyprinus carpio) выполнено в лаборатории М. М. Телитченко Мохамедом Али [3].

Воздействие на рыб фосфамида в концентрации 0,01 мг/л вызывает снижение активности АХЭ мозга на 45 % по сравнению с его активностью у контрольных особен на 21-е сутки с момента начала опытов. В растворе фосфамида концентрацией 5 мг/л карпы погибают на 9-е сутки, а снижение активности АХЭ мозга на 40 % отмечается у них уже через 8 ч. Воздействие цидиала с концентрацией 0,01 мг/л на 21-е сутки опыта угнетает активность АХЭ у подопытных рыб на 57% по сравнению с активностью АХЭ у контрольных особей, но в острых опытах (1 мг/л) резкое падение активности АХЭ мозга (на 45%) отмечается уже через 8 ч, а гибель рыб — через 9 сут. Судя по пороговой концентрации, вызывающей выраженный антихолинэстеразный эффект, наиболее токсичным для карпа оказался дисистон. Уже при концентрации 0,001 мг/л этого фосфорорганического пестицида активность АХЭ мозга угнеталась на 42%. При более высокой концентрации фосфамида (0,5 мг/л) через 8 ч происходит снижение активности АХЭ мозга па 44% от активности у контрольных рыб, через 24 ч — на 85%, а на 3-й сутки, к моменту гибели рыб — на 92% от активности у контрольных рыб.

Автор приходит к выводу, что угнетение активности АХЭ мозга карпа в первые часы после помещения рыб в растворы пестицидов до 50% и ниже является прогностическим показателем летального исхода в течение 10 сут.

Анализируя накопленные к настоящему времени экспериментальные данные по характеру и выраженности влияния фосфорорганических пестицидов на активность АХЭ мозга рыб, необходимо подчеркнуть однотипность реакции рыб и теплокровных животных на токсическое воздействие этой группы ядохимикатов. Все 12 использованных в опытах пестицидов (паратион, малатион, гутион, карбофос, дихлорофос, дисистон, цидиал,