2 Материал и методы исследования

Отбор проб проводили в октябре 2023 г. на полях сельскохозяйственного назначения, расположенных на территории Муравьёвского заказника (Тамбовский район, Амурская область). Для изучения биологической активности почв прикопку закладывали непосредственно перед отбором образцов глубиной 0-20 см. Перед взятием пробы, лопату несколько раз втыкали в исследуемый почвенный горизонт, что разрешается при необходимости количественного учета почвенных микроорганизмов и грубого качественного анализа. На каждой исследуемой площадке было отобрано три образца, которые в последующем были смешаны для получения среднего образца. Образцы почвы отбирались в стерильные матерчатые мешочки. Каждый образец почвы сопровождался этикеткой, где указывали точку отбора. Точки отбора почвенных проб показаны на рисунке 1 и 2.

Рисунок 1 – Точки отбора почвы с соевого поля (GoogleMaps)

Рисунок 2 – Точки отбора почвы с кукурузного поля (GoogleMaps)

Луговые черноземовидные почвы характеризуются средним или высоким содержанием гумуса в пахотном горизонте от 4 до 8 % с преобладанием гуминовых кислот, связанных с кальцием, слабокислая или кислая реакция (рНсол. 5-6), высокой емкостью катионного обмена (от 20 до 46 мг-экв на 100 г почвы) и высокой степенью насыщенности основаниями (85-95 %). Почвы средне обеспечены доступными растениям формами азота и фосфора и высоко обеспечены обменным калием.

Методика исследования:

- каталазную активность определяли фотоэлектроколориметром методом (3 % раствор йодистого калия в 50 % ацетоне готовят следующим образом. 50 мл 3 % раствора йодистого калия растворяют в 50 мл ацетона, т.е. в отношении 1:1. Берут навеску 0,1 г исследуемой пробы и растирают в ступке со стеклянным порошком. Для уменьшения кислотности к растертой пробе добавляют на кончике шпателя СаCО₃, после чего приливают 10 мл 3 % перекиси водорода и 10 мл 3 % раствора йодистого калия в 50 % ацетоне. Смесь фильтруют, центрифугируют и фотоколориметрируют на ФЭК-56М, на синем светофильтре с длиной волны 435-445 нм в кювете 10 мм. [8].

Активность каталазы определяют по формуле (1) [10]:

, (1)

где A – активность каталазы в пробе, условные единицы каталазы, Е;

D – оптическая плотность исследуемой пробы;

0,02 – коэффициент перевода в условные единицы каталазы, Е.

Таблица 1 – Степень обогащённости почв каталазой (Звягинцев, 1987)

Степень обогащенности почв	Каталаза
Очень бедная	Меньше 25
Бедная	25-75
Средняя	75-250
Богатая	250-750
Очень богатая	Более 750

– определение интенсивности дыхания по количеству выделившегося CO₂. Взвесили 10 г почвы. В нижнюю часть прибора налили 10 мл 1 Н щелочи NaOH. В верхнюю часть прибора поместить навеску почвы. Зафиксировать время начала опыта. Оставили на 24 часа. Через сутки провели титрование 0,01 Н щавелевой кислотой по фенолфталеину 10 мл контрольной и 10 мл опытной щелочи (10 мл кислоты = 1 мг CO₂). По полученным данным вычислить интенсивность дыхания по формуле (2) [17]:

, (2)

где К – количество СО₂, мг в сутки;

а – количество кислоты, потраченной на титрование до опыта (контроль);

в – количество кислоты, потраченной на титрование после опыта;

Н – нормальность кислоты, 0,01Н;

44 – коэффициент характеризующей количество мг СО₂ эквивалентного 1 мл 1 н. раствора кислоты.

Биологическую оценку почв по уровню интенсивности дыхания определяли по шкале, представленной в таблице 2.

Таблица 2 – Шкала для оценки биологической активности почвы по ИД

Показатель	Активность
	I очень слабая	II слабая	III средняя	IV высокая	V очень высокая
Выделение СО2 (10 г/сутки)	0-5	5-10	10-15	15-25	25

– определение целлюлозоразрушающей активности почвы проводили аппликационным методом. При этом методе учитывают изменение веса заложенных в почву целлюлозных материалов (льняного полотна). Для проведения эксперимента использовали тонкую льняную ткань размером 5х5 см, предварительно продезинфицированную в течении 20 мин УФ-лучами. Начальный вес ткани определяли путем взвешивания на аналитических весах. Навеску почвы массой 50 г (можно больше), освобожденную от растительных остатков поместили в пластмассовые чашки. В середину почвенного слоя заложили льняную ткань размером 2х2 см, почву увлажнить прокипячённой водой. В течении всего времени эксперимента почву поддерживали во влажном состоянии.

Через один месяц льняную тряпочку осторожно извлекли, очистили от почвы и продуктов разложения, подсушили и взвесили. По убыли в весе судили об интенсивности процесса разрушения клетчатки. Д.Г. Звягинцевым предложена следующая шкала оценки биологической активности почв по интенсивности разрушения клетчатки (% разложившегося полотна): очень слабая < 10 %, слабая – 10-30 %, средняя – 30-50 %, сильная – 50-80 %, очень сильная > 80 %.

– выявление свободноживущих азотфиксирующих микроорганизмов рода Azotobacter в исследуемых пробах почвы осуществляли Состав питательной среды Эшби (г/л дистиллированной воды) сахароза – 20; K2HPO4 – 0,2; MgSO4; NaCl – 0,2; K2SO4 – 0,1; CaCO3 – 5,0. Питательную среду, не стерилизуя, разливают в колбы объёмом 100-150 мл слоем 1,0-1,5 см и вносят исследуемую почву (0,5 чайной ложки). Колбы закрывают ватными пробками, и помещают в термостат при t=28-30 °С на 7-10 дней. Регистрация результатов: о наличии азотобактера в анализируемых образцах свидетельствовало появление взвеси в колбах, т.к. Azotobacter chroococcum имеет капсулу.

Методика приготовления микропрепарата для выявления капсулы по методу Гинса: на конец предметного стекла микробиологической петлей нанести каплю черной туши и в нее внесли небольшое количество питательной среды, тщательно перемешали. Ребром второго предметного стекла сделали мазок по всей поверхности стекла. Мазок высушили на воздухе и зафиксировали термически. Мазок окрасили разбавленным карболовым фуксином Циля (1:3) в течение 2-3 мин. Препарат промыли водой, высушили на воздухе и микроскопировали, отмечая клетки азотобактера, заключенные в капсулы.