0. 1.4.5. Вода, как компонент матрикса биоплёнки

Вода, в численном отношении, является самым большим компонентом матрикса биоплёнки. Матрикс представляет собой сильно гидратированную среду, которая высыхает медленнее, чем окружение, тем самым, предохраняя биоплёнки от изменений водного потенциала. Многие компоненты матрикса биоплёнки являются сильно гигроскопичными, и сохранение воды внутри матрикса носит скорее механический характер, а не осуществляется за счёт привлечения каких либо специфических механизмов её удержания. Предполагается, что в матриксе биоплёнки существуют так называемые «гидравлические развязки» (зоны, которые не обмениваются водой с окружающей средой, например, сухие слои матрикса, которые покрывают зоны с большим содержанием воды, однако обладающие слабой способностью к её транспорту), которые образуются в условиях быстрого обводнения или обезвоживания, предотвращая нарушение водного баланса в биоплёнке [41]. Заключенные в матрикс клетки цианобактерии Nostoc commune поддерживают свою фотосинтетическую активность в процессе высушивания и регидратации, тогда как в отсутствии матрикса, при тех же самых условиях происходит нарушение процесса фотосинтеза [61].

Образование матрикса биоплёнки является ответом микроорганизмов на высушивание [46]. Высушивание видимо является одним из тех факторов окружающей среды, когда формирование биоплёнки, и, в частности матрикса, предоставляет наибольшую взаимную выгоду как способным к синтезу компонентов матрикса, так и не способным к этому членам сообщества [44]. Высушивание приводит к концентрированию матрикса, что обуславливает появление большого количества неспецифических сайтов связывания, способных реагировать между собой, уменьшая размеры биоплёнки. Подобное можно наблюдать у биоплёнок фототрофных микроорганизмов, которые в зависимости от смещения водного баланса в окружающей среде в ту или иную сторону способны значительно уменьшать или увеличивать свои размеры.

Матрикс биоплёнки может играть роль молекулярного сита, регулируя поступление катионов, анионов, не полярных соединений, а также различных частиц из водной фазы [16]. В матриксе биоплёнки имеются неполярные регионы, группы с потенциальной способностью к образованию водородных связей, полярные группы (катионные и анионные) [64]. В связи с этим, частицы и наночастицы могут улавливаться и накапливаться в матриксе биоплёнки. Тяжёлые металлы, такие как Ni²⁺, Zn²⁺ и Cd²⁺ связываются с клеточной стенкой бактерий, тогда как гидрофобные соединения, такие как фенол, ксилен и толуол накапливаются непосредственно в матриксе биоплёнки [71]. Наличие в окружающей среде некоторых соединений, может приводить к перестройкам в структуре и организации матрикса. Так, было обнаружено, что в ответ на присутствие толуола, в окружающей среде в матриксе биоплёнки P. putida значительно возрастает количество карбоксильных групп [54].

1.4.6. Матрикс и механические свойства биоплёнки.

Биоплёнка микроорганизмов не является ригидной структурой, поэтому, важнешим параметром является её механическая устойчивость. Как было описанно выше, основную роль в механической стабилизации биоплёнки играют экзополисахариды. Для приодоления обрастания каких либо поверхностей не желательными биоплёнками, приходится учитывать адгезивные и когезивные свойства матрикса. В случае обростания, например катетеров, степень стабильности матрикса играет определяющую роль в процессе открепления и формирования клеточно-матричных эмболий, а соответственно и в вероятности заражения [58]. В естественных условиях, матрикс биоплёнки играет ведущую роль в стабилизации осаждённых клеток [18].

Важную роль в процессе стабилизации биоплёнки могут так же играть силы сдвига, что позволяет предположить наличие фенотипической адаптации в биоплёнках [58]. Обнаружено, что микроколонии бактерий, под действием постоянных сил сдвига, способны перемещаться по поверхности [49].

В общем случае, биоплёнки проявляют вязко-упругие свойства. Для них характерен как обратимый эластический ответ, так и необратимая деформация, в зависимости от природы и выраженности сил, которые действуют на матрикс биоплёнки. Эксперименты с биоплёнками P. aeruginosa показали, что в ответ на давление биоплёнки проходят через фазу эластического поведения до определённой критической точки, за которой поведение биоплёнки становится вязко-жидкостным [27]. Это, можно объяснить тем, что компоненты матрикса связываются между собой за счёт описанных выше слабых физико-химических взаимодействий. Биоплёнки S. aureus проявляют эластически-упругий ответ на короткие по времени стимулы и вязко-жидкостной ответ на продолжительные [49]. Эластичные материалы поглощают энергию воздействия путём деформации, таким образом, обратимая деформация матрикса позволяет биоплёнкам переживать кратковременные воздействия. Результатом этого является реорганизация биоплёнки, что позволяет смягчить внешние воздействия. Скорее всего, это происходит в связи с тем, что в ответ на воздействия в определённом временном интервале биоплёнки способны повышать прочность матрикса за счёт гиперпродукции экзополисахаридов [55]. Важнейшую роль в процессе укрепления матрикса биоплёнки играет взаимодействие его компонентов с мультивалентными ионами. Например, ионы кальция способны вступать во взаимодействие с альгинатом у P. aeruginosa сшивая между собой полианионные цепи альгината [27].

Изучение реологических свойств биоплёнок с привлечением новейших методов показало, что в ответ на какие либо внешние стрессовые воздействия в биоплёнках значительно усиливается когезия (так называемое штаммовое упрочение) [22]. Магнитуда модуля эластичности (т.е. тенденции объекта или материала обратимо формировать эластические силы для ответа на деформацию), и вязкости значительно варьирует среди поливидовых биоплёнок, что позволяет принять этот параметр в качестве показателя эласто-вязкого ответа на внешние воздействия [26, 58]. Время стресс-релаксации (т.е. отклонения от идеального эластического поведения объекта или материала в связи с внутренним освобождением от стресса при константной деформации), обычно около 18 минут, часто совпадает у многих естественных биоплёнок [55]. Последнее утверждение даёт основание предположить, что указанное время является кратчайшим периодом, за который биоплёнка формирует фенотипический ответ на временный механический стресс. Однако, у некоторых биоплёнок время релаксации может быть значительно короче. Так, у биоплёнки S. epidermidis время стресс-релаксации оказалось равным 13,8 секундам [22]. Причины подобного явления на сегодня остаются не ясными.

литература

1. Борецька М. О. Біоплівка на поверхні металу як фактор мікробної корозії. / Борецька М. О., Козлова І. П. // Мікробіологічний журнал. – 2010. – Т. 72. – № 3. – С. 53-65.

2. Adair C. G. Implications of endotracheal tube biofilm for ventilator-associated pneumonia. / Adair C. G., S. P. Gorman, B. M. Feron, et al. // Intensive Care Med. – 1999. – V. 25. – P. 1072-1076.

3. Barraud Nicolas. Involvement of Nitric Oxide in Biofilm Dispersal of Pseudomonas aeruginosa / Nicolas Barraud, Daniel J. Hassett, Sung-Hei Hwang, Scott A. Rice, Staffan Kjelleberg, Jeremy S. Webb. // Journal of Bacteriology. – 2006. – V. 188. – № 21. – P. 7344-7353.

4. Böckelmann U. Bacterial extracellular DNA forming a defined network-like structure. / Böckelmann U., ??????. // FEMS Microbiol. Lett. – 2006. – V. 262. – P. 31-38.

5. Boles B. R., Thoendel M., Singh P. K. Self-generated diversity produces “insurance effects” in biofilms communities. / Boles B. R., Thoendel M., Singh P. K. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. – 2004. – V. 101. – P. 16630-16635.

6. Branda S. S. A major protein component of the Bacillus subtilis biofilm matrix. / Branda S. S., Chu F., Kearns D. B., Losick R., Kolter R. // Mol. Microbiol. – 2006. – V. 59. – P. 1229-1238.

7. Byrd M. S. Genetic and biochemical analyses of the Pseudomonas aeruginosa Psl exopolysaccharide reveal overlapping roles for polysaccharide synthesis enzymes in Psl and LPS production. / Byrd M. S., ?????????. // Mol. Microbiol. – 2009. – V. 73. – P. 622-638.

8. Caldwell D. E. Do bacterial communities transcend darwinism / D. E. Caldwell, G. M. Wolfaardt, D. R. Korber, J. R. Lawrence. // Adv. Microb. Ecol. – 1997. – V. 15. – P. 105-191.

9. Conrad A. Fatty acid lipid fractions in extracellular polymeric substances of activated sludge flocs. / Conrad A., ??????. // Lipids. – 2003. – V. 38. – P. 1093-1105.

10. Danese P. N. Exopolysaccharide production is required for development of Escherichia coli K-12 biofilm architecture. / Danese P. N., Pratt L. A., Kolter R. // J. Bacteriol. – 2000. – V. 182. – P. 3593-3596.

11. Davey Marry Ellen. Microbial Biofilms: from Ecology to Molecular Genetics / Marry Ellen Davey, George A. O’toole. // Microbiology and molecular biology reviews. – 2000. – V. 64. – № 4. – P. 847-867.

12. Davey M. E. Rhamnolipid surfactant production affects biofilm architecture in Pseudomonas aeruginosa PAO1. / Davey M. E., Cajazza N. C., O´Toole, G. A. // J. Bacteriol. – 2003. – V. 185. – P. 1027-1036.

13. Decho A. W. Production and cycling of natural microbial exopolymers (EPS) within a marine stromatolite. / Decho A. W., Visscher P. T., Reid R. P. // Paleogeogr. Paleoclimatol. Paleoecol. – 2005. – V. 219. – P. 71-86.

14. Diggle S. P. The galactophilic lectin, LecA, contributes to biofilm development in Pseudomonas aeruginosa. / Diggle S. P., ?????. // Environ. Microbiol. – 2006. – V. 8. – P. 1095-1104.

15. El-Azizi M. A. Interactions of Candida albicans with other Candida spp. and bacteria in the biofilms. / M. A.El-Azizi , S. E. Starks, N. Khardori. // J. Appl. Microbiol. – 2004. – V. 96. – P. 1067-1073.

16. Flemming, H.-C. & Leis, A. in Encyclopedia of Environmental Microbiology (ed. Bitton, G.) 2958-2967 (Wiley, New York, 2002).

17. Frølund B. Extraction of extracellular polymers from activated sludge using a cation exchange resin. / Frølund B., Palmgren R., Keiding K., Nielsen, P. H. // Water Res. – 1996. – V. 30. – P. 1749-1758.

18. Gerbersdorf S. U., Jancke T., Westrich B., Paterson, D. M. Microbial stabilization of riverine sediments by extracellular polymeric substances. / Gerbersdorf S. U., Jancke T., Westrich B., Paterson, D. M. // Geobiology. – 2008. – V. 6. – P. 57-69.

19. Hall-Stoodley Luanne. Characterization of biofilm matrix, degradation by DNase treatment and evidence of capsule downregulation in Streptococcus pneumoniae clinical isolates. / Luanne Hall-Stoodley, Laura Nistico, Karthik Sambanthamoorthy, et al. // BMC Microbiology. – 2008. – V 8. – P. 1-16.

20. Hans-Curt Flemming. The biofilm matrix. / Hans-Curt Flemming, Jost Wingender. // Natural reviews: microbiology. – 2010. – V. 8. – P. 623-633.

21. Higgins M. J. Characterization of exocellular protein and its role in bioflocculation. / Higgins M. J., Novak J. T. // J. Environ. Eng. – 1997. – V. 123. – P. 479-485.

22. Hohne D. N. Flexible multifluidic device for mechanical property characterization of soft viscoelastic solids such as bacterial biofilms. / Hohne D. N., Younger G. J., Solomon M. J. // Langmuir. – 2009. – V. 25. – P. 7743-7751.

23. Izano E. A. Differential roles of poly-N-acetylglucosamine surface polysaccharide and extracellular DNA in Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms. / Izano E. A., Amarante M. A., Kher W. B., Kaplan J. B. // Appl. Environ. Microbiol. – 2008. – V. 74. – P. 470-476.

24. Jahn A. Cell biomass and exopolymer composition in sewer biofilms. / Jahn A., Nielsen P. H. // Water Sci. Technol. – 1998. – V. 37 – P. 17-24.

25. Johansson E. M. V. Inhibition and dispersion of Pseudomonas aeruginosa biofilms by glycopeptide dendrimers targeting the fucose-specific lectin LecB. / Johansson E. M. V., ?????. // Chem. Biol. – 2008. – V. 15. – P. 1249-1257.

26. Klausen M. M. Variations in microcolony strength of probe-defined bacteria in activated sludge flocs. / Klausen M. M., Thomsen T. R., Nielsen J. L., Mikkelsen L. H. Nielsen P. H. // FEMS Microbiol. Ecol. – 2004. – V. 50. – P. 123-132.

27. Körstgens V. Influence of calcium ions on the mechanical properties of a model biofilm of mucoid Pseudomonas aeruginosa. / Körstgens V., Flemming H. C., Wingender J., Borchard W. // Water Sci. Technol. – 2001. – V. 43. – P. 49-57.

28. Kreft Jan-Ulrich. Biofilms promote altruism. / Kreft Jan-Ulrich. // Microbiology. – 2004. – V. 150. – P. 2751-2760.

29. Lasa I. Bap: a family of surface proteins involved in biofilm formation. / Lasa I., Penadés J. R. // Res. Microbiol. – 2006. – V. 157. – P. 99-107.

30. Laue H. Contribution of alginate and levan production to biofilm formation by Pseudomonas syringae. / Laue H., ?????. // Microbiology. – 2006. – V. 152. – P. 2909-2918.

31. Lynch D. J. Glucan-binding proteins are essential for shaping Streptococcus mutans biofilm architecture. / Lynch D. J., Fountain T. L., Mazurkiewicz, Banas J. A. // FEMS Microbiol. Lett. – 2007. – V. 268. – P. 158-165.

32. Ma L. Assembly and development of the Pseudomonas aeruginosa biofilm matrix. / Ma L., ???????. // PLoS Pathog. – 2009. – V. 5. – e1000354.

33. Matsuyama T., Nakagawa Y. Surface-active exolipids: analysis of absolute chemical structures and biological functions. / Matsuyama T., Nakagawa Y. // J. Microbiol. Methods. – 1996. – V. 25. – P. 165-175.

34. Mayer C. The role of intermolecular interactions studies on model systems for bacterial biofilms. / Mayer C., ??????? //Int. J. Biol. Macromol. – 1999. – V.26. – P. 3-16.

35. Molin S. Gene transfer occurs with enhanced efficiency in biofilms and induces enhanced stabilisation of the biofilm structure. / Molin S., Tolker-Nielsen T. // Curr. Opin. Biotechnol. – 2003. – V. 14. – P. 255-261.

36. Mora P. Azospirillum brasilense Sp7 produces an outer-membrane lectin that specifically binds to surface-exposed extracellular polysaccharide produced by the bacterium. / Mora P., Rosconi F., Franco Fraguas L., Castro-Sowinski S. // Arch. Microbiol. – 2008. – V. 189. – P. 519-524.

37. Nealson, K..H., Platt, T., Hastings, J.W. CeIlularcontrol of the synthesis and activity of the bacterial luminescence system. / Nealson, K..H.,Platt, T., Hastings, J.W. // Journal of Bacteriology. – 1970. – V. 104. – P. 313-322.

38. Neu T. R., Poralla K. An amphiphilic polysaccharide from an adhesive Rhodococcus strain. / Neu T. R., Poralla K. // FEMS Microbiol. Lett. – 1988. – V. 49. – P. 389-392.

39. Neu T. R. Structural studies of an emulsion-stabilizing exopolysaccharide produced by an adhesive, hydrophobic Rhodococcus strain. / Neu T. R., Dengler T., Jann B., Poralla K. // J. Gen. Microbiol. – 1992. – V. 138. – P. 2531-2537.

40. O’Toole George A. To Build a Biofilm / George A. O’Toole. // Journal of Bacteriology. – 2003. – V. 185. – № 9. – P. 2687-2689.

41. Or D., Phutane S., Dechesne A. Extracellular polymeric substances affecting pore-scale hydrologic conditions for bacterial activity in unsaturated soils. / Or D., Phutane S., Dechesne A. // Vadose Zone J. – 2007. – V. 6. – P. 298-305.

42. Otzen D., Nielsen P. H. We find them here, we find them there: functional bacterial amyloid. / Otzen D., Nielsen P. H. // Cell. Mol. Life Sci. – 2007. – V. 65. – P. 910-927.

43. Pamp, S. J., Gjermansen, M. & Tolker-Nielsen, T. in The Biofilm Mode of Life. Mechanisms and Adaptations (eds Kjelleberg, S. & Givskov, M.) 37-69 (Horizon Bioscience, Norfolk, UK, 2007).

44. Potts M. Desiccation tolerance of prokaryotes. / Potts M. // Microbiol. Rev. – 1994. – V. 58. – P. 755-805.

45. Rasid Rasima Abdul. Biofilm and Multimedia Filtration for Rainwater Treatment. / Rasima Abdul Rasid. // Journal of sustainable development. – 2009. – V. 2. – № 1. – P. 196-199.

46. Roberson E. B. Relationship between desiccation and exopolysaccharide production in a soil Pseudomonas sp. / Roberson E. B., Firestone M. K. // Appl. Environ. Microbiol. – 1992. – V. 58. – P. 1284-1291.

47. Römling U. The multicellular morphotypes of Salmonella typhimurium and Escherichia coli produce cellulose as the second component of the extracellular matrix. / Römling U. // Mol. Microbiol. – 2001. – V. 39. – P. 1452-1463.

48. Rupp M. E. Characterization of the importance of polysaccharide intercellular adhesin/hemagglutination of Staphylococcus epidermidis in the pathogenesis of biomaterial-based infection in a mouse foreign body infection model / Rupp M. E., Ulphani J. S., Fey P. D., Mack D. // Infect. Immun. – 1999. – V. 67. – P. 2627-2632.

49. Rupp C. J. Viscoelasticity of Staphylococcus aureus biofilms in response to fluid shear allows resistance to detachment and facilitates rolling migration. / Rupp C. J., Fux C. A., Stoodley P. // Appl. Environ. Microbiol. – 2005. – V. 71. – P. 2175-2178.

50. Russell, R. R. B. in Bacterial Polysaccharides. Current Innovations and Future Trends (ed. Ullrich, M.) 143-156 (Caister Academic, Norfolk, UK, 2009).

51. Ryder C., Byrd M., Wozniak D. J. Role of exopolysaccharides in Pseudomonas aeruginosa biofilm development. / Ryder C., Byrd M., Wozniak D. J. // Curr. Opin. Microbiol. – 2007. – V. 10 – P. 644-648.

52. Sand W., Gehrke T. Extracellular polymeric substances mediate bioleaching/biocorrosion via interfacial processes involving iron(III) ions and acidophilic bacteria. / Sand W., Gehrke T. // Res. Microbiol. – 2006. – V. 157. – P. 49-56.

53. van Schaik E. J. DNA binding: a novel function of Pseudomonas aeruginosa type IV pili. / van Schaik E. J., ???????. // J. Bacteriol. – 2005. – V. 187. – P. 1455-1464.

54. Schmitt J., Nivens D., White D. C., Flemming, H. C. Changes of biofilm properties in response to sorbed substances — an FTIR-ATR-study. / Schmitt J., Nivens D., White D. C., Flemming, H. C. // Water Sci. Technol. – 1995. – V. 32. – P. 149-155.

55. Shaw T., Winston M., Rupp C. J., Klapper I., Stoodley P. Commonality of elastic relaxation times in biofilms. / Shaw T., Winston M., Rupp C. J., Klapper I., Stoodley P. // Phys. Rev. Let. – 2004. – V. 93. – P. 98-102.

56. Skillman L. The role of exopolysaccharides in dual species biofilm development. / Skillman L., Sutherland I. W., Jonse, M. V. // J. Appl. Microbiol. – 1999. – V. 85. – S13-S18.

57. Steinberger R. E. Extracellular DNA in single- and multiple-species unsaturated biofilms. / Steinberger R. E., Holden P. A. // Appl. Environ. Microbiol. – 2005. – V. 71. – P. 5404-5410.

58. Stoodley P. Biofilm material properties as related to shear-induced deformation and detachment phenomena. / Stoodley P., Cargo R., Rupp C. J., Wilson S., Klapper I. // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. – 2003. – V. 29. – P. 361-367.

59. Sutherland I. W. The biofilm matrix – an immobilized but dynamic microbial environment. / Sutherland I. W. // Trends Microbiol. – 2001. – V. 9. – P. 222-227.

60. Sutherland, I. W. in Comprehensive Glycoscience Vol. 2 (ed. Kamerling, J. P.) 521-558 (Elsevier, Doordrecht, 2007).

61. Tamaru Y. Crucial role of extracellular polysaccharides in desiccation and freezing tolerance in the terrestrial cyanobacterium Nostoc commune. / Tamaru Y., Takami Y., Yoshida T., Sakamoto T. // Appl. Environ. Microbiol. – 2005. – V. 71. – P. 7327-7333.

62. Tielker D. Pseudomonas aeruginosa lectin LecB is located in the outer membrane and is involved in biofilm formation. / Tielker D., ???????. // Microbiology. – 2005. – V. 151. – P. 1313-1323.

63. Ude S. Biofilm formation and cellulose expression among diverse environmental Pseudomonas isolates. / Ude S., Arnold D. L., Moon C. D., Timms-Wilson T., Spiers A. J. // Environ. Microbiol. – 2006. – V. 8. – P. 1997-2011.

64. Van Hullebusch E. D. Metal immobilization by biofilms: mechanisms and analytical tools. / Van Hullebusch E. D., Zandvoord M. H., Lens P. N. L. // Rev. Environ. Sci. Biotechnol. – 2004. – V. 2. – P. 9-33.

65. Vaningelgem F. Biodiversity of exopolysaccharides produced by Streptococcus thermophilus strains is reflected in their production and their molecular and functional characteristics. / Vaningelgem F., ?????????. // Appl. Environ. Microbiol. – 2004. – V. 70. – P. 900-912.

66. Watanabe M. Growth and flocculation of a marine photosynthetic bacterium Rhodovulum sp. / Watanabe M. // Appl. Microbiol. Biotechnol. – 1998. – V. 50. – P. 682-691.

67. Watnik P. I. Steps in the development of a Vibrio cholerae El Tor biofilm. / Watnik P. I., Kolter R. // Mol. Microbiol. – 1999. – V. 34. – P. 586-595.

68. Whitchurch C. B. Extracellular DNA required for bacterial biofilm formation. / Whitchurch C. B., Tolker-Nielsen T., Ragas P. S., Mattick J. S. // Science. – 2002. – V. 295. – P. 1487.

69. Wingender, J., Jaeger, K.-E. & Flemming, H.-C. In Microbial Extracellular Polymeric Substances (eds Wingender, J., Neu, T. & Flemming, H.-C.) 231-251 (Springer, Heidelberg, 1999).

70. Wingender, J. & Jaeger, K.-E. in Encyclopedia of Environmen tal Microbiology (ed. Bitton, G.) 1207-1223 (Wiley, New York, 2002).

71. Wuertz S. A new method for extraction of extracellular polymeric sub stances from biofilms and activated sludge suitable for direct quantification of sorbed metals. / Wuertz S. // Water Sci. Technol. – 2001. – V. 43. – P. 25-34.

72. Yang L. Effects of iron on DNA release and biofilm development by Pseudomonas aeruginosa. / Yang L., ?????. // Microbiology. – 2007. – V. 153. – P. 1318-1328.

73. Zhang X. Biodegradability of biofilm extracellular polymeric substances. / Zhang X., Bishop P. // Chemosphere. – 2003. – V. 50. – P. 63-69.

74. Zogaj X. The multicellular morphotypes of Salmonella typhimurium and Escherichia coli produce cellulose as the second component of the extracellular matrix. / Zogaj X., Nimtz M., Rohde M., Bokranz W., Römling, U. // Mol. Microbiol. – 2001. – V. 39. – P 1452-1463.